УДК 581.1

ИЗМЕНЕНИЕ ЖИРНОКИСЛОТНОГО СОСТАВА ЛИПИДОВ ХЛОРОПЛАСТНЫХ МЕМБРАН РАСТЕНИЙ ТАБАКА ПРИ НИЗКОТЕМПЕРАТУРНОМ ЗАКАЛИВАНИИ

 

© 2017 г. В. Н. Попов1, О. В. Антипина, В. П. Пчёлкин, В. Д. Цыдендамбаев

 

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук, Москва

Поступила в редакцию 04.03.2016 г.

Исследовали изменения жирнокислотного (ЖК) состава липидов хлоропластных мембран растений табака (Nicotiana tabacum L., сортотип Samsun) при низкотемпературном закаливании (6 сут при 8°С). Установлено, что при оптимальной температуре вегетации (22ºС) липиды тилакоидных мембран характеризовались повышенным содержанием 16:3n-3 и 18:3n-3 ЖК и уступали липидам оболочки хлоропласта по содержанию насыщенных, моно- и диненасыщенных ЖК. В процессе низкотемпературного закаливания в липидах хлоропластных мембран происходило значительное увеличение доли ненасыщенных ЖК, главным образом за счет накопления 18:3n-3 ЖК. Сделано заключение о том, что обнаруженные изменения ЖК-состава липидов хлоропластов за время закаливания направлены на поддержание текучести этих мембран на уровне, достаточном для функционирования фотосинтетического аппарата растений табака, что служит предпосылкой для накопления ассимилятов и позволяет закаленным растениям табака выживать в условиях гипотермии.

 

Ключевые слова: Nicotiana tabacum L. гипотермия – хлоропласты – жирные кислоты – фотосинтез – низкотемпературное закаливание

 

Сокращения: ЖК – жирные кислоты; МЭЖК – метиловые эфиры ЖК; ИН – индекс ненасыщенности ЖК.

 

1Адрес для корреспонденции: Попов Валерий Николаевич. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений РАН. Факс: 007 (495) 977-80-18, электронная почта: vnpopov@mail.ru

 

ВВЕДЕНИЕ

Низкие температуры относятся к числу наиболее распространенных условий окружающей среды, оказывающих неблагоприятное воздействие на растительный организм [1]. Жизнеспособность растений в таких условиях зависит от их способности к низкотемпературной адаптации, имеющей своей целью повышение устойчивости к низким температурам [2]. Важная роль в процессе адаптации растений к гипотермии отводится липидным компонентам клеточных мембран, во многом определяющим температурные границы существования организма. Еще в 1973 г. Лайонс предложил теорию, согласно которой, при пониженных температурах происходит фазовый переход мембранных липидов, приводящий к снижению текучести мембран, блокировке мембраносвязанных ферментов, нарушению ионных градиентов и, как результат, к гибели клеток и целых растений [3]. Текучесть мембран в значительной степени зависит от количества двойных связей в цепях жирных кислот (ЖК) мембранных липидов, которые обусловливают изгибы углеводородной цепи, что приводит к увеличению межмолекулярных расстояний и, в конечном итоге, к понижению температуры плавления липидов [4]. Основным фактором, позволяющим клетке поддерживать текучесть мембран в условиях гипотермии, является работа клеточных десатураз, обеспечивающих синтез ненасыщенных ЖК мембранных липидов [5].

Среди всех клеточных мембран, хлоропластные мембраны играют особую роль в адаптации растений к низким температурам, поскольку именно в хлоропластах происходит фотосинтез, продукты которого служат основным источником энергии и предшественниками при синтезе веществ с защитным эффектом, происходящем в период закаливания [6]. В мембранах тилакоидов происходят процессы поглощения квантов света и переноса электронов по электронтранспортной цепи, приводящие к синтезу АТФ и НАДФ·Н, которые затем расходуются в реакциях темновой стадии фотосинтеза [7,8]. Мембраны оболочки хлоропласта (envelope): внутренняя (inner) и внешняя (outer), обеспечивают не только целостность органеллы, но и взаимообмен органических и неорганических молекул между цитозолем и стромой хлоропластов [9].

В литературе имеются достаточно немногочисленные сведения об изменении ЖК-состава липидов мембран хлоропластов теплолюбивых растений в условиях низких температур. К числу наиболее типичных изменений состава ЖК относят увеличение содержания ненасыщенных ЖК, главным образом за счет увеличения доли диненасыщенных и триненасыщенных ЖК [10]. Особенностью большинства публикаций по этой проблеме является то, что авторы описывают изменения ЖК-состава, либо тилакоидов [11], либо мембран оболочки хлоропласта [12]. Такой подход не позволяет выявить связь между изменениями ЖК-состава отдельных мембран и эффективностью работы всего хлоропласта в целом. Поэтому, целью данной работы было совместное исследование изменений ЖК-состава липидов тилакоидов и мембран оболочки хлоропластов растений табака (Nicotiana tabacum L.) в ходе формирования устойчивости к гипотермии.

 

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объектом исследования служили растения табака (Nicotiana tabacum L., сортотип Samsun). Растения размножали черенкованием и культивировали на минеральном субстрате (перлит) в камере фитотрона ИФР РАН при температуре 22ºС, 16-ч фотопериоде и освещенности 100 мкмоль/(м2с). Для опытов использовали растения в возрасте шести недель. Для физиологических и биохимических исследований использовали листья 3-4 ярусов, а для оценки интенсивности фотосинтеза и темнового дыхания – интактные растения. Закаливание растений проводили в климатической камере Binder KBW-240 (Германия) в условиях 16-ч фотопериода и освещенности 100 мкмоль/(м2с) в течение шести суток при температуре 8ºС. Данный режим закаливания был подобран в ходе предварительных опытов. В качестве контроля использовали растения, не подвергавшиеся закаливанию.

Для выделения интактных хлоропластов навеску листьев (5 г) гомогенизировали в буфере выделения (0.33 М сорбит, 50 мМ трицин рН 8.0, 2 мМ ЭДТА, 1 мМ МgCl2, 5 мМ меркаптоэтанол). Гомогенат фильтровали через 2 слоя Miracloth (США). Полученный фильтрат центрифугировали при 2000 g, используя центрифугу K23D (Германия). Осадок ресуспендировали в буфере, наслаивали на ступенчатый градиент перкола (40/80%) и центрифугировали при 5000 g. Интактные хлоропласты отбирали на границе 40% и 80% перкола. Для подтверждения интактности хлоропласты просматривали под световым микроскопом Axio Imager D1 (Karl Zeiss, Германия) в светлом поле и в режиме флуоресценции (возбуждение λ=540-580 нм, эмиссия λ=593-668 нм) [13].

Для разделения хлоропластных мембран на тилакоиды и оболочку интактные хлоропласты разрушали, подвергая их нескольким циклам замораживания-оттаивания в буфере для инкубации (10 мМ трицин рН 8.0, 4 мМ МgCl2). Разрушенные хлоропласты в буфере для инкубации, содержащем 0.3 М сахарозу наслаивали на ступенчатый градиент сахарозы (0.98/0.6 М) и центрифугировали при 113000 g в течение 90 мин. Тилакоиды отбирали в нижней части ступенчатого градиента, а оболочку – на границе между слоями 0.98 М и 0.6 М [14]. Чистоту фракции оболочки оценивали по отсутствию в ней хлорофилла [15].

Липиды полученных фракций тилакоидных мембран и оболочки подвергали переметилированию посредством кипячения в смеси CH3OH и CH3COCl как описано ранее [16]. В качестве внутреннего стандарта использовали маргариновую кислоту. Полученные метиловые эфиры ЖК (МЭЖК) анализировали методом ГЖХ-МС на приборе Agilent 7890A GC (США) [17]. Для оценки уровня ненасыщенности ЖК в липидах мембран хлоропластов табака рассчитывали индекс ненасыщенности: ИН=ΣРiei/100, где Рi содержание i-той ЖК (%), ei – число двойных связей в i-той ЖК [18].

Изучение СО2-газообмена растений табака проводили на установке открытого типа с инфракрасным газоанализатором URAS 2T (Германия) при температурах 22°С (контроль) и 8°С (закаленные растения), то есть при температурах идентичных температурам вегетации и холодового закаливания. Измерения газообмена включали определение скоростей видимой ассимиляции СО2 и темнового дыхания, которые выражали в мг СО2/г сухой массы в час. Сухую массу определяли путем высушивания навески листьев при температуре 80°С до постоянного веса. На основе этих параметров рассчитывали отношение видимый фотосинтез/темновое дыхание [19].

Для определения содержания сахаров, навески листьев (~500 мг) фиксировали 96%-ным кипящим этанолом. Ткань растирали в фарфоровой ступке и сахара извлекали трехкратной экстракцией 80%-ным этанолом. В полученных экстрактах определяли содержание глюкозы – глюкозооксидазным методом, сахарозы и фруктозы – по методу Рое. Полученные результаты выражали в мг/г сырой массы [20].

Холодостойкость контрольных (незакаленных) и закаленных растений табака оценивали по выходу электролитов (в %) в водную фазу из тканей листьев после промораживания растений при температурах –1, –2 или –3ºС в течение суток в климатической камере Sanyo MIR-153 (Япония). Для этого электропроводность водных экстрактов определяли при помощи кондуктометра Mettler Toledo SG7-ELK (Швейцария). Выход электролитов из тканей листьев (V, в %) рассчитывали по формуле: V=100(Lо/Lk), где Lо – электропроводность исследуемого образца до или после холодовой экспозиции и Lk – электропроводность того же образца после кипячения [21].

Во всех экспериментах биологическая повторность измерений была 6-кратной, аналитическая – 3-4-кратной. Каждый эксперимент повторяли не менее 3-4 раз. Результаты экспериментов обработаны статистически с помощью программы SigmaPlot 12.3. В таблице и на гистограммах представлены средние значения и их стандартные ошибки. Надстрочные символы обозначают достоверность различий средних значений (по t-критерию Стьюдента) при р ≤ 0.05 [22].

РЕЗУЛЬТАТЫ

Эксперименты по разделению мембран хлоропластов на тилакоиды и оболочки с последующим анализом липидов, позволили установить значительные различия в ЖК-составе липидов этих мембран. Из данных, представленных в таблице, видно, что липиды тилакоидов включали восемь С16- и С18-ЖК, главными из которых были пальмитиновая (16:0), гексадекатриеновая (16:3n-3) и α-линоленовая (18:3n-3). В результате закаливания происходило значительное повышение уровня 18:3n-3 (с 54.2 до 75.3% от суммы ЖК), сопровождавшееся резким снижением относительного содержания 16:0, 18:0 и 16:3n-3 ЖК.

Что касается мембран оболочки хлоропласта, то их липиды отличались более разнообразным составом ЖК по сравнению с липидами тилакоидов. В липидах оболочки нами было идентифицировано 11 С1419-ЖК. В отличие от липидов тилакоидов у незакаленных растений в липидах оболочки хлоропластов доминировала пальмитиновая кислота (~42 % от суммы ЖК), а не α-линоленовая кислота, которая хотя и принадлежала к числу главных ЖК этих липидов, но ее уровень был втрое ниже, чем доля пальмитата. Липиды оболочки отличались также значительным содержанием миристиновой, пальмитолеиновой, гексадекатриеновой, олеиновой и линолевой кислот. Низкотемпературное закаливание растений табака приводило к повышению в липидах оболочки хлоропластов относительного содержания 18:0, 16:3n-3 и 18:3n-3 ЖК за счёт снижения концентрации остальных ЖК.

Из данных таблицы также видно, что при оптимальной температуре роста (22ºС) липиды тилакоидных мембран по величине ИН превосходили липиды оболочек хлоропластов более чем вдвое. Низкотемпературное закаливание растений приводило к существенному росту величины ИН в липидах как мембран тилакоидов (на 24%), так и оболочек (на 45%).

При закаливании растений табака наблюдались существенные изменения интенсивности фотосинтеза и дыхания, которые измеряли при температуре 22°С в случае контроля и 8°С в случае закаленных растений, то есть при температурах, идентичных температурам вегетации и холодового закаливания. Из данных, представленных на рис. 1, видно, что показатели интенсивности, как фотосинтеза, так и дыхания за время закаливания снижались, но степень снижения была различной. Величина видимого фотосинтеза снижалась в 2 раза (с 9.4 до 4.5 мг СО2/г сухой массы в час), а интенсивность дыхания исследуемых растений уменьшалась почти в три раза (с 4.9 до 1.7 мг СО2/г сухой массы в час). За время закаливания происходило увеличение отношения видимый фотосинтез/темновое дыхание с 1.9 у контрольных растений табака до 2.6 у закаленных.

На рис. 2 приведены результаты определения содержания сахаров в контрольных и закаленных растениях табака. Можно видеть, что в процессе закаливания в листьях табака имело место накопление растворимых сахаров. После 6-ти суток закаливания при 8°С содержание глюкозы и сахарозы в листьях возрастало более чем на 30%, а содержание фруктозы – в 2 раза. При этом суммарное количество растворимых сахаров (фруктозы, глюкозы и сахарозы) за время низкотемпературного закаливания увеличилось на 35%, что является очень существенным повышением для теплолюбивых растений. Следует отметить, что содержание фруктозы в исследуемых растениях было значительно ниже по сравнению с концентрациями других растворимых сахаров, что соответствует ранее полученным данным [23].

Для определения эффективности низкотемпературного закаливания, растения табака подвергали промораживанию при температурах –1, –2 или –3ºС в течение суток с последующим определением выхода электролитов в водную фазу из тканей листьев контрольных и закаленных растений. Из данных, представленных на рис. 3, видно, что у незакаленных растений выход электролитов после промораживания при температурах –2 и –3ºС резко возрастал (до 65 и 82% соответственно), что свидетельствует об очень высокой степени повреждения клеточных мембран и гибели клеток. У растений же прошедших процедуру закаливания (8ºС, 6 сут), выход электролитов из клеток плавно возрастал при понижении температуры промораживания, достигая максимума в 27% при –3ºС, что соответствует незначительному уровню повреждения клеток растений.

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Низкотемпературная устойчивость растений и адаптация к холоду во многом зависят от возможности функционирования фотосинтеза, который является поставщиком ассимилятов, необходимых как для жизнедеятельности растений при оптимальной температуре вегетации, так и для структурной и функциональной перестройки клеток при адаптации к низким температурам [2]. Известно, что компоненты световой и темновой стадий фотосинтеза расположены в разных компартментах хлоропластов высших растений. В частности, светособирающие комплексы и система переноса электронов локализованы в тилакоидных мембранах, а ферменты, катализирующие биохимические реакции темновой стадии, сосредоточены в строме хлоропластов [24]. Проведенные нами эксперименты выявили существенные различия в ЖК-составе липидов мембран тилакоидов и оболочек хлоропластов. При оптимальной температуре вегетации (22ºС) мембраны последних более чем вдвое превосходили тилакоиды по содержанию в липидах насыщенных ЖК. Липиды тилакоидных мембран характеризовались повышенным содержанием α-линоленовой и гексадекатриеновой кислот и уступали липидам оболочек хлоропластов по содержанию моно- и диеновых ЖК. Такие различия в ЖК-составе липидов исследованных мембран обеспечивали более чем двукратное превышение уровня ИН липидов тилакоидных мембран по сравнению с липидами оболочек хлоропластов.

В процессе закаливания в тилакоидах происходило более чем двукратное снижение содержания насыщенных ЖК с одновременным ростом уровня α-линоленовой кислоты до максимального значения в 75.3% от суммы ЖК. В мембранах оболочек хлоропластов происходило лишь некоторое снижение доли насыщенных, а также моно- и диненасыщенных ЖК на фоне увеличения концентрации триненасыщенных ЖК. Особенно сильно повышалось относительное содержание α-линоленовой кислоты, хотя оно все равно оставалось более чем вдвое ниже, чем в липидах тилакоидных мембран. В результате таких изменений ЖК-состава липидов в процессе закаливания происходил существенный рост величины ИН липидов мембран как тилакоидов, так и оболочек хлоропластов. Этот показатель характеризует жидкостные свойства мембран и его изменения отражают механизм приспособления клеток к изменяющимся температурным условиям окружающей среды [18].

Таким образом, в результате закаливания растений табака изменялось соотношение насыщенных и ненасыщенных ЖК в липидах хлоропластных мембран, приводящее к увеличению текучести мембран, характеризуемой величиной ИН ЖК, входящих в них липидов. Адаптационные изменения ЖК-состава липидов тилакоидов и оболочек хлоропластов имели одинаковую направленность и обеспечивались благодаря увеличению доли триненасыщенных ЖК, главным образом за счет накопления α-линоленовой кислоты. Такой характер изменений ЖК-состава липидов исследованных мембран имеет большое значение для повышения устойчивости растений к гипотермии, поскольку триненасыщенные ЖК обладают значительно более низкой, по сравнению с насыщенными, моно- и диненасыщенными ЖК температурой плавления, что крайне важно для сохранения мембранами жидкокристаллического состояния, обеспечивающего нормальное функционирование метаболических процессов в клетке [25].

Кроме того, преимущественное накопление α-линоленовой кислоты именно в тилакоидных мембранах хлоропластов обусловлено той важной ролью, которую играет данная ЖК в процессе фотосинтеза. Эта ЖК способна принимать спиральную конформацию, что позволяет включающим ее липидам образовывать комплексы с мембранными белками и пигментами при построении фотосинтетических субъединиц и обеспечивает возможность переноса электронов по электронтранспортной цепи хлоропластов [26]. Увеличение содержания α-линоленовой кислоты в липидах тилакоидных мембран может быть направлено на сохранение фотосинтеза при низких положительных температурах, что является важным фактором холодового закаливания и последующего выживания растений после действия низких повреждающих температур [27].

Исследованные нами растения табака при пониженных температурах сохраняли фотосинтетическую активность, хотя она и снижалась в 2 раза по сравнению с контролем. При этом интенсивность видимого фотосинтеза за время закаливания уменьшалась в меньшей степени, чем интенсивность темнового дыхания. Такие изменения СО2-газообмена приводили к увеличению отношения видимый фотосинтез/темновое дыхание, что служит предпосылкой накопления большого количества продуктов фотосинтеза в условиях гипотермии [28].

Известно, что образующиеся в процессе ассимиляции СО2 продукты фотосинтеза экспортируются из стромы хлоропластов в виде триозофосфатов в цитозоль, где и происходит синтез сахарозы [29]. Транспорт триозофосфатов через мембраны оболочек хлоропластов осуществляется при помощи фосфат/триозофосфатного транслокатора хлоропластов, который состоит из двух идентичных субъединиц, каждая из которых образует шесть трансмембранных спиралей [30]. Поэтому, можно предположить, что происходящее за время закаливания увеличение доли ненасыщенных ЖК (главным образом α-линоленовой кислоты) в мембранах оболочек хлоропластов направлено на сохранение жидкокристаллического состояния этих мембран, что в свою очередь, обеспечивает функциональную активность фосфат/триозофосфатного транслокатора при пониженных температурах. Наши эксперименты показали, что в результате закаливания в листьях растений табака количество растворимых сахаров значительно увеличивалось, в основном, за счет роста содержания сахарозы и глюкозы, что может свидетельствовать о сохранении стабильного экспорта фотоассимилятов из хлоропластов в цитозоль у закаленных растений.

Поскольку одной из особенностей закаленных растений является накопление большого количества в них сахаров [23], мы провели оценку холодостойкости контрольных и закаленных растений табака по выходу электролитов в водную фазу из тканей листьев после промораживания. Полученные нами данные свидетельствуют о достаточно высокой эффективности закаливания листьев теплолюбивых растений табака, которые оказались способны выдерживать отрицательные температуры до –3ºС лишь с незначительными повреждениями.

Таким образом, следует констатировать, что значительное увеличение за время закаливания степени ненасыщенности ЖК (в основном за счет роста доли 18:3n-3 ЖК) в липидах мембран, как оболочек хлоропластов, так и тилакоидов позволяет поддерживать текучесть этих мембран на уровне, достаточном для функционирования фотосинтетического аппарата растений табака. В свою очередь, сохранение фотосинтеза при низких температурах служит предпосылкой для накопления ассимилятов, обеспечивающих комплекс адаптивных перестроек метаболизма, позволяющих закаленным растениям табака выживать в условиях гипотермии.

Работа поддержана грантом Российского фонда фундаментальных исследований № 16-34-00967 мол_а.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Larcher W. Physiological Plant Ecology. Ecophysiology and Stress Physiology of Functional Groups. Springer: Berlin, Heidelberg, New York. 2003. 513 pp.
  2. Трунова Т.И. Растение и низкотемпературный стресс. М.: Наука, 2007. 54 с.
  3. Lyons J.M. Chilling Injury in Plants // Annu. Rev. Plant. Physiol. 1973. V. 24. P. 445466.
  4. Nishida I., Murata N. Chilling Sensitivity in Plants and Cyanobacteria: The Crucial Contribution of Membrane Lipids // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1996. V.47. P. 541568.
  5. Ishizaki-Nishizawa O., Fujii T., Azuma M., Sekiguchi K., Murata N., Ohtani T., Toguri T. Low-temperature Resistance of Higher Plants is Significantly Enhanced by a Nonspecific Cyanobacterial Desaturase // Nat. Biotechnol. 1996. V. 14. P. 1003–1006.
  6. Crosatti C., Rizza F., Badeck F.W., Mazzucotelli E., Cattivelli L. Harden the Chloroplast to Protect the Plant // Physiologia Plantarum. 2013. V. 147. P. 55–63.
  7. Joliot P., Joliot A. Cyclic Electron Transfer in Plant Leaf // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 1020910214.
  8. Mitchell P. Chemiosmotic Coupling in Oxidative and Photosynthetic Phosphorylation // Biol. Rev. 1966. V. 41. P. 445502.
  9. Fischer K. The Import and Export Business in Plastids: Transport Processes across the Inner Envelope Membrane // Plant Physiology. 2011. V. 155. P. 1511–1519.
  10. Scotti-Campos P., Pais I.P., Partelli F.L., Batista-Santos P., Ramalho J.C. Phospholipids Profile in Chloroplasts of Coffea spp. Genotypes Differing in Cold Acclimation Ability // J. Plant Physiol. 2014. V. 171. P. 243249.
  11. Van Eerden F.J., De Jong D.H., De Vries A.H., Wassenaar T.A., Marrink S.J. Characterization of Thylakoid Lipid Membranes From Cyanobacteria and Higher Plants by Molecular Dynamics Simulations // Biochim. Biophys. Acta - Biomembranes. 2015. V. 1848. P. 13191330.
  12. Roman A., Hernandez M.L., Soria-Garcia A., Lopez-Gomollon S., Lagunas B., Picorel R., Martinez-Rivas J.M., Alfonso M. Non-redundant Contribution of the Plastidial FAD8 ω-3 Desaturase to Glycerolipid Unsaturation at Different Temperatures in Arabidopsis // Mol. Plant. 2015. V. 8. P. 15991611.
  13. Lang E.G.E., Mueller S.J., Hoernstein S.N.W., Porankiewicz-Asplund J., Vervliet-Scheebaum M., Reski R. Simultaneous Isolation of Pure and Intact Chloroplasts and Mitochondria from Moss as the Basis for Sub-cellular Proteomics // Plant Cell Rep. 2011. V. 30. P. 205–215.
  14. Keegstra K., Cline K. Evidence that Envelope and Thylakoid Membranes from Pea Chloroplasts Lack Glycoproteins // Plant Physiol. 1982. V. 70. P. 232237.
  15. Lichtenthaler H.K. Chlorophylls and Carotenoids – Pigments of Photosynthetic Biomembranes // Methods Enzymol. 1987. V. 148. P. 350382.
  16. Маали Амири Р., Голденкова-Павлова И.В., Юрьева Н.О., Пчелкин В.П., Цыдендамбаев В.Д., Верещагин А.Г., Дерябин А.Н., Трунова Т.И., Лось Д.А., Носов А.М. Жирнокислотный состав липидов растений картофеля, трансформированных геном ∆12-десатуразы цианобактерий // Физиология растений. 2007. T. 54. C. 678685.
  17. Сидоров Р.А., Жуков А.В., Верещагин А.Г., Цыдендамбаев В.Д. Низшие алкиловые эфиры жирных кислот из плодов бересклета // Физиология растений. 2012. T. 59. C. 362368.
  18. Lyons J.M., Weaton T.A., Pratt H.K. Relationship Between the Physical Nature of Mitochondrial Membranes and Chilling Sensitivity in Plants // Plant Physiol. 1964. V. 39. P. 262270.
  19. Климов С.В. Холодовое закаливание растений – результат поддержания повышенного отношения фотосинтез/дыхание при низких температурах // Известия РАН. Серия биологическая. 2003. Т. 30. С. 5762.
  20. Туркина М.В., Соколова С.В. Методы определения моносахаридов и олигосахаридов // Биохимические методы в физиологии растений / Под ред. Павлиновой О.А. М.: Наука, 1971. С. 734.
  21. Campos P.S., Quartin V., Ramalho J.C., Nunes M.A. Electrolyte Leakage and Lipid Degradation Account for Cold Sensitivity in Leaves of Coffea sp. Plants // J. Plant Physiol. 2003. V. 160. P. 283292.
  22. Доспехов Б.А. Методика опытного дела. М.: Колос, 1977. 416 с.
  23. Климов С.В., Дубинина И.М., Бураханова Е.А., Астахова Н.В., Попов В.Н., Алиева Г.П., Трунова Т.И. Связь СО2-газообмена с накоплением сахаров и активностью инвертаз при холодовом закаливании озимой пшеницы // Докл. АН. 2004. Т. 398. С. 135138.
  24. Бухов Н.Г. Динамическая световая регуляция фотосинтеза // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 825837.
  25. Lee S.H., Ahn S.J., Im Y.J., Cho K., Chung C.-C., Cho B.H., Han O. Differential Impact of Low Temperature on Fatty Acid Unsaturation and Lipoxygenase Activity in Figleaf Gourd and Cucumber Roots // Biochem. and Biophys. Research Communications. 2005. V. 330. P. 1194-1198.
  26. Верещагин А.Г. Липиды в жизни растений. М.: Наука, 2007. 78 с.
  27. Креславский В.Д., Карпентиер Р., Климов В.В., Мурата Н., Аллахвердиев С.И. Молекулярные механизмы устойчивости фотосинтетического аппарата к стрессу // Биологические мембраны. 2007. Т. 24. С. 195–217.
  28. Климов С.В. Адаптация растений к стрессам через изменение донорно-акцепторных отношений на разных уровнях структурной организации // Успехи современной биологии. 2008. Т. 128. С. 282300.
  29. Winter H., Huber S.C. Regulation of Sucrose Metabolism in Higher Plants: Localization and Regulation of Activity of Key Enzymes // Crit. Rev. Plant Sci. 2000. V. 19. P. 31-67.
  30. Flugge U.I., Fischer K., Gross A., Sebald W., Lottspeich F., Eckerskorn C. The Triose Phosphate-3-Phosphoglycerate-Phosphate Translocator from Spinach Chloroplasts: Nucleotide Sequence of a Full-Length cDNA Clone and Import of The in vitro Synthesized Precursor Protein into Chloroplasts // EMBO J. 1989. V. 8. P. 3946.

 

Состав ЖК липидов хлоропластных мембран растений табака до и после закаливания (8ºС, 6 сут)

 

Примечание. Надстрочные латинские буквы обозначают достоверность различий средних значений при р ≤ 0.05 по содержанию каждой ЖК.

Подписи к рисункам статьи Попов В.Н. и др. «Изменение жирнокислотного состава липидов хлоропластных мембран растений табака при низкотемпературном закаливании».

 

Рис. 1. Изменение СО2-газообмена растений табака при низкотемпературном закаливании

(1 – видимый фотосинтез, 2 – темновое дыхание). Достоверные различия средних значений при р ≤ 0.05 отмечены разными латинскими буквами над барами.

 

Рис. 2. Изменение содержания сахаров в листьях растений табака при низкотемпературном закаливании (1 – фруктоза, 2 – глюкоза, 3 – сахароза, 4 – сумма сахаров). Достоверные различия средних значений при р ≤ 0.05 отмечены разными латинскими буквами над барами.

 

 

Рис. 3. Выход электролитов (%) из тканей листьев растений табака, подвергнутых промораживанию при температурах от −1 до −3°С в течение 1 суток (1 – контрольные растения, 2 – закаленные растения). Достоверные различия средних значений при р ≤ 0.05 отмечены разными латинскими буквами над барами.