УДК 581.1

ГЕНЕТИЧЕСКАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ЗИГОТИЧЕСКОГО ЭМБРИОГЕНЕЗА У ПОКРЫТОСЕМЕННЫХ РАСТЕНИЙ

© 2018 г. В. Е. Творогова1, Л. А. Лутова


Санкт-Петербургский государственный университет, кафедра генетики и биотехнологии, Санкт-Петербург

Поступила в редакцию 07.03.2017 г.


В статье на примере Arabidopsis thaliana описаны основные этапы развития зародыша растений, начиная от оплодотворения и заканчивая формированием семян. Рассмотрены молекулярные механизмы регуляции этих процессов с помощью гормонов и транскрипционных факторов.

Ключевые слова: Arabidopsis thaliana − зиготический эмбриогенез − установление полярности − транскрипционные факторы − фитогормоны
_________________________
Сокращения: ЗЭ – зиготический эмбриогенез; АМК – апикальная меристема корня; АМП – апикальная меристема побега; ТФ − транскрипционный фактор.
1Адрес для корреспонденции: Творогова Варвара Евгеньевна. 199034 Санкт-Петербург, Университетская наб. 7/9, Санкт-Петербургский государственный университет, кафедра генетики и биотехнологии. Электронная почта: krubaza@mail.ru


 ВВЕДЕНИЕ
Зиготический эмбриогенез (ЗЭ) растения − это его развитие с момента оплодотворения и до прорастания семени. Он включает в себя такие этапы как морфогенез, т.е. заложение основных частей растения, а также созревание (рост, накопление питательных веществ и переход в стадию покоя). Поскольку множество механизмов, регулирующих развитие зиготического зародыша, в дальнейшем участвует в дифференцировке тканей у взрослого растения, исследование регуляции этого процесса важно для изучения генетики развития растений в целом. Кроме того, изучение регуляторных схем, работающих в зиготическом эмбриогенезе, имеет значение для биотехнологии, в частности, для поиска новых стимуляторов соматического эмбриогенеза и других путей размножения растений in vitro.
В этом обзоре мы рассмотрим основные этапы морфогенеза и созревания зиготического зародыша, а также известные на сегодняшний день регуляторы этих процессов. Поскольку большинство генов, регулирующих этот процесс, открыты и исследованы на Arabidopsis thaliana, мы будем описывать эмбриогенез именно этого модельного объекта. Тем не менее, следует учитывать, что четкие схемы деления клеток в ходе морфогенеза, присущие A. thaliana, свойственны далеко не всем видам цветковых растений [1].
Основные этапы морфогенеза зародыша
Морфогенез зародыша начинается после оплодотворения яйцеклетки. Этот процесс традиционно разделяют на несколько стадий, их названия и само разделение на стадии различаются у разных авторов. В данном обзоре мы будем придерживаться классификации стадий, принятой в генетике развития растений.
В начале процесса морфогенеза зигота удлиняется, затем следует асимметричное деление, в результате которого образуются меньшая апикальная и большая базальная клетка. Эта стадия называется стадией двуклеточного зародыша. Апикальная клетка в дальнейшем образует почти весь зародыш, за исключением самой нижней его части. Базальная клетка и ее производные делятся горизонтально и образуют суспензор − нить клеток, соединяющую зародыш с эндоспермом. Клетка суспензора, ближняя к собственно зародышу (гипофиза) в дальнейшем даст начало части апикальной меристемы корня (АМК). Апикальная клетка проходит ряд упорядоченных делений. Сначала происходит два раунда продольных делений, при этом образуется четыре клетки одинакового размера. Затем в результате поперечных делений образуется восьмиклеточный зародыш с двумя слоями клеток, верхним и нижним, эта стадия называется стадией октанта. На этой стадии уже можно выделить апикальный и центральный домены растения, отличающиеся друг от друга по расположению, характеру экспрессии в них ряда генов, а также дальнейшей судьбе их клеток. Апикальный домен, который даст начало побегу, представлен четырьмя верхними клетками октанта, а центральный домен, который даст начало почти всему корню, кроме самой нижней его части, − четырьмя клетками октанта, ближними к суспензору. Клетки октанта делятся в тангенциальной плоскости, т.е. параллельно поверхности, так образуется 8 наружных и 8 внутренних клеток, эта стадия называется стадией шестнадцатиклеточного зародыша или дерматогена. Наружный слой зародыша называется протодермой, из него в дальнейшем развивается покровная ткань растения − эпидерма.
Следует отметить, что в литературе не дифференцированный на органы зародыш на ранних стадиях развития часто называют проэмбрио, или предзародышем. В зависимости от используемой классификации, стадию проэмбрио определяют как длящуюся от момента оплодотворения до возникновения шестднадцатиклеточного зародыша или же до перехода к заложению семядолей; существуют и другие варианты определений (подробно рассмотрено в [2]). После стадии шестнадцати клеток зародыш проходит через стадию, традиционно называемую глобулярной. Внутренние клетки центрального домена делятся в плоскости, параллельной апикально-базальной оси зародыша, и образуют клетки-предшественницы сосудистых тканей и окружающие их клетки кортекса.
Из клеток-предшественниц сосудистых тканей в ходе дальнейшего развития зародыша образуется прокамбий − ткань, которая в постэмбриональном развитии даст начало флоэме, осуществляющей нисходящий (по направлению от побега к корню) ток воды и растворенных в ней веществ (ассимилятов), ксилеме, обеспечивающей восходящий ток воды и растворенных в ней минеральных веществ, а также (частично) камбию − основной латеральной меристеме растения. Кроме того, клетки-предшественницы сосудистых тканей, повторно делясь в плоскости, параллельной апикально-базальной оси зародыша, образуют слой клеток перицикла - образовательной ткани, окружающей проводящие структуры корня [3]. Следует отметить, что клетки центрального домена зародыша образуют только проводящие ткани корня и гипокотиля, а проводящая система побега происходит из апикальной меристемы побега (АМП) и формируется в основном в постэмбриональный период. Также на глобулярной стадии, как уже было сказано выше, дифференцируются зачатки кортекса корня, окружающего проводящие ткани. Происходит выделение внутреннего слоя кортекса − эндодермы. Этот слой, как и покровные ткани корня, регулирует поглощение корнем воды и минеральных веществ.
Примерно в это же время дифференцируется гипофиза, клетка суспензора, ближняя к зародышу, определяются клетки-предшественники образовательных тканей растения: апикальной меристемы побега (АМП) и корня (АМК).
Далее происходит переход на стадию сердечковидного зародыша, в это время происходит заложение семядолей и затем на торпедовидную стадию, в ходе которой семядоли зародыша удлиняются и происходит дальнейшая дифференцировка АМП и АМК. После торпедовидной стадии наступает стадия созревания [4] (рис. 1).
В следующих разделах будут рассмотрены основные генетические регуляторы дифференцировки тех или иных тканей и органов, а также регуляторы установления различных осей полярности зародыша.
Установление апикально-базальной оси полярности
Раннее развитие зародыша заключается прежде всего в установлении различных осей полярности. Первой в эмбриогенезе возникает апикально-базальная полярность: первое деление зиготы является асимметричным и приводит к образованию меньшей апикальной и более крупной базальной клетки [6]. Апикальная клетка в дальнейшем дает начало почти всем органам растения. Потомки базальной клетки формируют суспензор, соединяющий зародыш с эндоспермом. Суспензор передает зародышу питательные вещества и гормоны, регулирует его развитие и необходим для правильного расположения зародыша в развивающемся семени. Почти все клетки суспензора в ходе зиготического эмбриогенеза претерпевают терминальную дифференцировку и погибают путем аутофагии [7]. Однако гипофиза в дальнейшем образует часть апикальной меристемы корня.
Каким же образом обеспечивается асимметричное деление зиготы?
У большинства цветковых растений яйцеклетка поляризована еще до оплодотворения (ядро находится в апикальной части, ближе к центральной клетке зародышевого мешка, а вакуоль − в базальной, ближе к микропиле), однако эта полярность не сохраняется при формировании зиготы: после оплодотворения, по крайней мере у некоторых видов, зигота в течение определенного времени существует в симметричном состоянии, при котором ядро находится в центре клетки, а в дальнейшем происходит поляризация зиготы de novo, которая и определяет ее первое асимметричное деление [8].
Апикально-базальная полярность обеспечивается несколькими сигнальными путями. Одним из них является путь, включающий MAPKK-киназу YODA. Для мутантов yoda характерно симметричное первое деление зиготы, так как базальная клетка намного меньше нормы и зачастую не содержит крупной вакуоли, как в зародышах дикого типа. В дальнейшем базальная клетка либо не делится, либо формирует неупорядоченную массу клеток, по строению более близких к клеткам собственно зародыша, нежели к клеткам суспензора. Напротив, эктопическая активация YODA приводит к формированию более длинного суспензора и подавлению развития самого зародыша. Таким образом, YODA детерминирует развитие базального домена. В состав этого сигнального каскада входят киназы MITOGEN-ACTIVATED PROTEIN KINASE 3 (MPK3) и MPK6 (потеря их функции приводит к появлению фенотипов, сходных с yoda), а также, возможно, MKK4 (MAPK KINASE 4) и MKK5. Таким образом, для удлинения зиготы и ее асимметричного деления необходим киназный путь передачи сигнала [9].
Одним из эффекторов этого каскада является транскрипционный фактор (ТФ) GROUNDED (GRD), хотя он не является непосредственной мишенью киназ, и транскрипция кодирующего его гена не зависит от активности YODA. Мутанты grd демонстрируют сходные с yoda фенотипы. Показано также, что GRD работает кооперативно с генами WOX8 и WOX9, также определяющими идентичность базальной клетки: тройные мутанты grd wox8 wox9 обычно нежизнеспособны, в отличие от мутантов grd или wox8 wox9 [10].
Рецептор-подобная цитоплазматическая киназа SHORT-SUSPENSOR (SSP) активирует каскад YODA, при этом ее мРНК доставляется из пыльцы [11]. Мутанты по этому гену также демонстрируют нарушения в формировании суспензора. Таким образом, YODA начинает функционировать только после оплодотворения, что, возможно, и приводит к запуску программы эмбриогенеза (рис. 2а). Интересно, что SSP не содержит многих канонических аминокислот, обычно обеспечивающих киназную активность. В то же время, C-терминальный домен, отвечающий за белок-белковые взаимодействия, необходим для ее работы. Возможно, она не обладает киназной активностью и в данном сигнальном пути лишь обеспечивает взаимодействие других участников [9].
Описан еще один сигнальный путь, обеспечивающий апикально-базальную полярность − путь WRKY2-WOX. WRKY2 принадлежит к семейству ТФ WRKY с доменом типа “цинковые пальцы”, специфичному для растений (названо по последовательности аминокислот в ДНК-связывающем домене). В мутантах wrky2 полярность яйцеклетки остается в норме, но поляризация зиготы de novo часто нарушена, и первое деление обычно оказывается частично или полностью симметричным. Несмотря на это, на сердечковидной стадии такие зародыши восстанавливают нормальное развитие и в дальнейшем формируют жизнеспособные растения. Аномалии в раннем эмбриогенезе у мутантов wrky2 ассоциированы с нарушениями экспрессии генов WOX8 и WOX9. При этом у мутантов wrky2 экспрессия гена WOX8 под промотором, активным в яйцеклетке и на ранних стадиях эмбриогенеза, частично восстанавливает асимметричность деления зиготы. Эти результаты, а также анализ промоторов генов WOX8 и WOX9 показали, что WRKY2 напрямую активирует экспрессию генов WOX8 и WOX9, что необходимо для формирования апикально-базальной оси зиготы [8] (рис. 2б).
Гены WOX8, WOX9, а также WOX2 являются маркерами отдельных доменов зародыша на ранних стадиях развития зародыша. Показано, что WOX8 и WOX2 коэкспрессируются в яйцеклетке, а затем − в зиготе, но после первого же деления зиготы зоны их активности становятся комплементарными друг другу: WOX2 экспрессируется в апикальной, а WOX8 − в базальной клетке. На стадии двуклеточного зародыша вместе с WOX8 в базальной клетке активируется экспрессия гена WOX9 [12].
Апикальная клетка за счет двух вертикальных и одного горизонтального деления формирует восьмиклеточный зародыш, состоящий из апикального и центрального доменов, а базальная клетка формирует суспензор и гипофизу. Эта стадия называется стадией октанта. Экспрессия WOX9 наблюдается в гипофизе и затем постепенно зона экспрессии перемещается в центральный домен, произошедший из апикальной клетки. Интересно, что этого смещения не происходит у мутантов по генам MONOPTEROS и BODENLOS, отвечающим за ауксиновый сигналинг в зародыше. Исходя из этого, можно предположить, что ауксин стимулирует экспрессию WOX9. Таким образом, на этой стадии WOX8 экспрессируется в суспензоре и гипофизе, WOX9 – в гипофизе и в центральном домене, а WOX2 – в апикальном домене зародыша.
Какие же функции выполняют гены WOX на этих этапах эмбриогенеза? Показано, что примерно у трети мутантов с потерей функции WOX2 неправильно ориентированы деления апикальной клетки. Но на более поздних стадиях нормальная морфология зародышей восстанавливается, и они образуют фертильные взрослые растения [12], хотя в ряде случаев у мутантных зародышей нарушено формирование семядолей [13].
Низкая пенетрантность мутации wox2 обусловлена, по-видимому, избыточностью выполнения его функций в эмбриогенезе. Потеря функции некоторых других генов WOX (WOX1, WOX3 и WOX5) приводит к значительному увеличению доли мутантных фенотипов. Однако среди этих генов WOX2, по-видимому, является ключевым регулятором делений апикальной клетки, поскольку мутации wox1, wox3 и wox5 приводят к нарушению развития апикального домена зародыша только на фоне мутации wox2 [13].
Двойные мутанты wox8wox9 демонстрируют нарушения развития как базального, так и апикального доменов зародыша, несмотря на то, что WOX8 и WOX9 не экспрессируются в апикальном домене. Помимо морфологических нарушений, у таких зародышей изменен характер экспрессии маркера апикального домена зародыша ZWILLE, а также маркера гипофизы WOX5. Интересно, что у таких мутантов отсутствует экспрессия гена WOX2, причем не только в апикальном домене зародыша, но и в зиготе - таким образом, гены WOX8 и WOX9 начинают функционировать еще до деления зиготы (рис. 2б) [13]. Помимо этого, у мутантов wox8wox9 обычно не наблюдается экспрессия гена PIN1 и, вероятно, вследствие этого не формируются нужные апикально-базальные градиенты ауксина. Предполагается, что WOX8, WOX9 и WOX2 вместе с фактором ауксинового ответа MONOPTEROS (MP) стимулируют экспрессию PIN1 в зародыше [13]. Принимая во внимание, что MP необходим также для правильной экспрессии гена WOX9, можно сделать вывод о положительной обратной связи между ауксином и ТФ WOX в ходе ЗЭ.
Наиболее хорошо изученными регуляторами генов WOX являются пептиды группы CLE (от CLV3/ESR-related). Системы регуляции WOX-CLAVATA (включающие гены WOX, а также их негативные регуляторы: пептиды CLE и их рецепторы – CLAVATA-1-подобные киназы) обнаружены в АМП, АМК и в камбии (латеральной меристеме), что позволило предположить наличие CLE-пептида, регулирующего экспрессию генов WOX в зародыше. Таким пептидом оказался СLE8. Ген CLE8 экспрессируется в зародыше (в основном в его наружных слоях) и в эндосперме. У мутантов по гену CLE8 в ходе развития зародыша могут наблюдаться избыточные деления клеток центрального домена зародыша, а также части суспензора, ближней к зародышу, а развитие зародышей может прекращаться преждевременно. Таким образом, вероятно, CLE8 играет роль в развитии базального домена зародыша и организации суспензора. Кроме того, он оказывает влияние на развитие эндосперма. В эндосперме семян с потерей функции CLE8 на ранней стадии развития наблюдали характер экспрессии маркера эндосперма − гена MEDEA, присущий более поздним стадиям. Кроме того, эндосперм таких семян содержит намного меньше ядер по сравнению с таковым у дикого типа. По-видимому, потеря функции CLE8 приводит к преждевременному созреванию эндосперма, и, соответственно, к преждевременной остановке делений ядер, целлюляризации эндосперма и к прекращению его роста. Это предположение подтверждает и тот факт, что семена cle8 характеризуются меньшим размером по сравнению с семенами дикого типа. Показано, что CLE8 активирует экспрессию WOX8 в суспензоре и в эндосперме и, вероятно, именно WOX8 опосредует его влияние на развитие этих структур (рис. 2б) [14].
Ауксиновый сигналинг и полярный транспорт ауксина также важны для создания апикально-базальной оси. В частности, на ранних этапах развития, когда зародыш состоит из двух клеток, ауксин транспортируется в нем из базальной клетки в апикальную за счет переносчика PIN7, локализованного на апикальной мембране базальной клетки. У большинства мутантов pin7 на этой стадии развития не формируется градиент концентрации ауксина, и они демонстрируют аберрантные деления апикальной клетки (первое деление является горизонтальным, а не вертикальным, как у зародышей дикого типа) [15].
Ауксин стимулирует необходимые деления апикальной клетки за счет деградации IAA12 (INDOLE-3-ACETIC ACID 12), или BODENLOS (BDL), репрессирующего фактор ауксинового ответа ARF5 (AUXIN-RESPONSE FACTOR 5), или MONOPTEROS (MP). MP и BDL участвуют в ауксиновом ответе и на более поздних стадиях, при детерминации АМК [16].
На глобулярной стадии происходит обращение ауксинового транспорта: синтез ауксина происходит уже не в базальном домене, а в производных апикальной клетки и транспорт в основном осуществляется в базальный домен. В этом процессе участвует переносчик PIN1, локализованный на базальных мембранах клеток апикального домена, и PIN7, который перемещается на нижние мембраны клеток в базальном домене. Также начинает экспрессироваться ген PIN4, поддерживая работу PIN1 и PIN7. В результате новый максимум концентрации ауксина формируется в гипофизе, которая в дальнейшем даст начало АМК [15].
Гены PIN, участвующие в ЗЭ (в их число входит также PIN3, который экспрессируется на стадии сердечковидного зародыша), могут компенсировать потерю функций друг друга: одиночные мутанты по этим генам не являются летальными и в конечном счете восстанавливают нормальное развитие зародыша. Однако двойные и тройные мутанты демонстрируют более выраженные дефекты, а мутант pin1 pin3 pin4 pin7 нежизнеспособен [15]. Регуляторы локализации белков PIN на мембране также играют важную роль в ходе ЗЭ: например, потеря функции фактора из группы ARF-GEF (ADP-ribosylation factor-guanine-nucleotide-exchange factor) GNOM (GN), необходимого для везикулярного транспорта PIN1, также приводит к нарушениям деления апикальной клетки [17].
Радиальная дифференцировка тканей
Клетки октанта делятся периклинально (т.е. параллельно поверхности зародыша), что приводит к образованию 8 наружных и 8 внутренних клеток, эта стадия называется стадией дерматогена или стадией шестнадцатиклеточного зародыша [18]. Наружный слой называется протодермой и он дает начало эпидерме взрослого растения. Клетки протодермы делятся исключительно антиклинально, что позволяет увеличивать площадь и поддерживать целостность этого слоя. В этом процессе участвует ген WOX2, а также могут участвовать его гомологи WOX1 и WOX3 [13]. Также на этом этапе устанавливается комплементарный характер экспрессии маркеров наружных и внутренних клеток зародыша: например, ген ZWILLE экспрессируется во внутренних клетках [19], в то время как зоны активности ARABIDOPSIS THALIANA MERISTEM LAYER 1 (ATML1) и PROTODERMAL FACTOR 2 (PDF2) ограничены протодермой. ATML1 и PDF2 принадлежат к группе ТФ HD-ZIP IV. Они связываются с регуляторным элементом L1 в промоторах ряда генов, специфичных для эпидермы, влияя на их экспрессию. Показано также, что эти ТФ способны к образованию гомо- и гетеродимеров друг с другом [20]. Элемент L1 присутствует и в промоторах самих генов ATML1 и PDF2 и, по видимому, они регулируют и свою собственную транскрипцию, хотя разные исследования позволяют предположить как положительное, так и отрицательное влияние [20, 21]. У мутантов с потерей функции ATML1 и PDF2 развитие зародыша останавливается, так как не развивается протодерма. Для нормального развития этой ткани достаточно, чтобы была сохранена функция хотя бы одного из этих генов [22].
Мутанты с потерей функции рецепторной киназы ARABIDOPSIS CRINKLY4 (ACR4) также характеризуются аномалиями в развитии эпидермиса. Считается, что ACR4 работает в одном сигнальном пути с ATML1 и PDF2, стимулируя их экспрессию (рис. 3а) [21]. Помимо ACR4, для формирования протодермального слоя важны и другие рецепторные киназы, такие как, например, GASSHO1 и GASSHO2 [23]. Они, вероятно, действуют в сигнальном пути, параллельном пути ACR4 [21].
Также на развитие эпидермиса у зародыша оказывают влияние гены, не экспрессирующиеся специфично в протодерме. Например, ген ТФ ZHOUPI (ZOU) экспрессируется во внутреннем слое эндосперма, окружающем зародыш. Мутанты с потерей функции этого гена характеризуются нарушениями в развитии эпидермиса и кутикулы семядолей. Сходным фенотипом обладают мутанты по гену секретируемой сериновой протеазы ABNORMAL LEAF SHAPE1 (ALE1). ALE1 также экспрессируется во внутреннем слое эндосперма, однако для его экспрессии необходима работа ТФ ZOU. В том же сигнальном пути, вероятно, действуют рецепторные киназы GASSHO1 и GASSHO2, работающие уже в клетках зародыша. Предполагается, что ZOU активирует экспрессию ALE1, который необходим для формирования лигандов GASSHO1 и 2, а эти рецепторные киназы в свою очередь запускают сигнальный каскад, стимулирующий нормальную дифференцировку эпидермиса (рис. 3а) [24].
Ген цистеиновой протеазы DEFECTIVE KERNEL1 (AtDEK1) экспрессируется во всем зародыше, однако необходим именно для нормального деления клеток протодермы: потеря его функции приводит к остановке развития зародыша, а экспрессия в протодерме маркеров ATML1 и ACR4 отсутствует [25].
После стадии дерматогена зародыш проходит через стадию, традиционно называемую глобулярной, в ходе которой формируются проводящие ткани, кортекс, апикальные меристемы побега и корня.
Спецификация проводящих тканей происходит в центральном домене зародыша, который в дальнейшем даст начало большей части корня, и во многом определяется периклинальным или антиклинальным направлением делений [26]. Четыре клетки, находящиеся в середине центрального домена (предшественницы проводящих тканей), сначала претерпевают асимметричное деление, образуя (каждая) небольшую апикальную клетку, находящуюся рядом с апикальным доменом зародыша, и более крупную, вытянутую в длину, базальную клетку. В дальнейшем апикальные клетки делятся только в плоскости, параллельной апикально-базальной оси зародыша, образуя слой толщиной в одну клетку, разделяющий центральный и апикальный домены. Базальные же клетки дают начало практически всей сосудистой ткани корня и части стволовых клеток АМК. Показано, что за это асимметричное деление отвечают, в частности, фосфатазы POLTERGEIST (POL) и POLTERGEIST-LIKE1 (PLL1): у двойных мутантов с потерей функции POL и PLL1 эти клетки делятся симметрично [27].
Далее для образования сосудистой ткани клетки прокамбия должны начать делиться периклинально. В этом процессе, в частности, участвует ауксин-чувствительный ТФ MP, который активирует свои мишени − TARGET OF MONOPTEROS 5 (TMO5), TMO5-like 1, 2, а также их гомологи − гены семейства bHLH. Было показано, что белки группы TMO5 формируют гетеродимеры с белками группы LONESOME HIGHWAY (LHW) также принадлежащими семейству bHLH. Вместе эти ТФ стимулируют периклинальные деления в этой зоне, которые опосредуют утолщение зачатка проводящих тканей, и потеря функции одного или нескольких из них приводит к недоразвитию проводящих тканей в постэмбриональном развитии.
В частности, в норме корень проростка A. thaliana характеризуется диархным сосудистым пучком с центральной осью ксилемы и двумя флоэмными полюсами [26]. Потеря функции TMO5 и TMO5-like 1 примерно в половине случаев приводит к развитию проводящего пучка только лишь с одним полюсом флоэмы [31]. Показано, что мишенью этих ТФ при развитии сосудистых тканей являются гены семейства LONELY GUY (в частности LOG4), опосредующие синтез активных форм цитокинина. Обработка цитокинином мутантов с потерей функции гена LHW достаточна для того, чтобы подавить эффект мутации и стимулировать формирование нормального диархного сосудистого пучка [32].
Помимо проводящих тканей на глобулярной стадии в центральном домене зародыша происходит дифференцировка кортекса и заложение его внутреннего слоя – эндодермы, который окружает проводящие ткани в корне. В этих событиях принимают участие ТФ семейства GRAS: SHORT-ROOT (SHR) и его мишень SCARECROW (SCR). Мутанты по любому из этих генов формируют только один слой кортекса, при этом в случае мутации scr этот слой имеет характеристики клеток, присущие как эндодерме, так и не эндодермальным клеткам кортекса [33], а мутация shr приводит к потере идентичности именно эндодермы [34]. Ген SHR экспрессируется в проваскулярных клетках, а белок SHR транспортируется из них в более внешний слой клеток, который в дальнейшем даст начало кортексу. [35]. Он стимулирует транскрипцию SCR в этих клетках [36]. SCR, в свою очередь, делает возможным асимметричное деление инициальных клеток кортекса и формирование эндодермы. Таким образом, межклеточный транспорт SHR необходим для выполнения его функции [37], в то время как SCR действует в тех же клетках, в которых и синтезируется, придавая им свойства эндодермальных [38].
Другим важным регулятором, обеспечивающим радиальную полярность корня, является ТФ SCHIZORIZA из семейства HSF (heat shock factors). Он стимулирует формирование клеток АМК, дающих начало кортексу и эндодерме, и подавляет идентичность других клеток АМК, дающих начало эпидерме [39].
Фосфатазы POL и PLL1 также являются важными регуляторами дифференцировки проводящих тканей в зародыше. Зародыши двойных мутантов с потерей функции POL и PLL1 в центральном домене вместо дифференцированных рядов клеток эндодермы, внешней части кортекса и стелы (проводящих тканей) формируют одинаковые недифференцированные клетки, сходные с клетками кортекса, и в них отсутствует экспрессия генов SHR и SCR [27].
Также на глобулярной стадии начинается спецификация ксилемы, а позже, на стадии сердца − спецификация флоэмы. Эти события можно обнаружить за счет экспрессии в зачатках этих тканей специфических маркеров. Так, в частности, маркером ксилемы является ген ARABIDOPSIS HISTIDINE PHOSPHOTRANSFER PROTEIN6 (AHP6). Он кодирует белок, способный воспринимать сигнал от рецепторов цитокинина, но не способный передавать его дальше, что делает его репрессором цитокининового ответа. Цитокинин, в свою очередь, является на этом этапе ингибитором развития ксилемы и стимулирует развитие флоэмы [29].
Маркером флоэмы является, в частности, экспрессия гена, кодирущего ТФ ALTERED PHLOEM DEVELOPMENT (APL). У мутантов с потерей функции этого гена проводящие ткани в целом развиваются, однако элементы флоэмы (ситовидные трубки и клетки-спутницы) не закладываются [30].
Спецификация апикальных меристем корня и побега
В спецификации корня как такового, развивающегося в основном из центрального домена зародыша, и побега, который развивается из апикального домена, участвуют ТФ из семейств HD-ZIP III и PLETHORA (PLT).
Гены из группы HD-ZIP III — PHABULOSA (PHB), PHAVOLUTA (PHV), REVOLUTA (REV), ARABIDOPSIS THALIANA HOMEOBOX 8 (ATHB8) и ATHB15 − экспрессируются в апикальном домене на глобулярной стадии, и зону их экспрессии ограничивают микроРНК из группы miR165/166. Гены из группы PLT – PLT1-4, напротив, экспрессируются в центральном домене зародыша (т.е. в части глобулы, ближней к суспензору), занимая зону, комплементарную зоне экспрессии HD-ZIP III [5]. Ген TOPLESS, кодирующий корепрессор фактора Aux/IAA BDL, подавляет экспрессию генов PLT. У мутантов с потерей функции TOPLESS гены PLT экспрессируются во всем зародыше, начиная со стадии сердечковидного зародыша, что приводит к формированию проростков с двумя корнями, один из которых развивается вместо побега. И, напротив, эктопическая экспрессия генов из группы HD-ZIP III под промотором гена PLT2 приводит к формированию проростков без корня, но с двумя побегами [40].
Маркерами организующих центров АМП и АМК являются, в первую очередь, гены WUSCHEL (WUS) и WOX5, соответственно [41]. WUS начинает экспрессироваться на стадии дерматогена во внутренних клетках апикального домена [17], а WOX5 − на глобулярной стадии в гипофизе и, после ее деления − в линзовидной клетке [12].
Спецификация гипофизы − ближайшей к зародышу клетки суспензора − это ключевое событие в закладке АМК. В ходе глобулярной стадии гипофиза делится асимметрично и образует верхнюю линзовидную клетку – предшественник покоящегося центра корня, т.е центральной части АМК, а также более крупную нижнюю клетку – предшественник дистальных стволовых клеток АМК [18].
Спецификация гипофизы напрямую зависит от действия ауксина и от обращения ауксинового транспорта, происходящего после стадии дерматогена. Многие мутанты с потерей функций генов, отвечающих за биосинтез, транспорт ауксина и передачу его сигнала, не образуют гипофизу, и в дальнейшем из них образуются проростки без корней [18]. В частности, работа генов MP и BDL в клетках, находящихся непосредственно над верхней клеткой суспензора, приводит к активации экспрессии PIN1 в этих клетках. PIN1 обеспечивает транспорт ауксина в нижележащую клетку и ее дифференцировку в гипофизу [42].
Помимо ауксина существует другой мобильный фактор, обеспечивающий спецификацию гипофизы. MP стимулирует транскрипцию гена TMO7, кодирующего ТФ из семейства bHLH, и белок TMO7, как и ауксин, переносится в гипофизу из вышележащих клеток. Потеря функции TMO7, как и мутация mp, ведет к аномальным делениям гипофизы и к формированию бескорневых проростков [43].
Показано, что гены ТФ DORNRÖSCHEN и DORNRÖSCHEN-LIKE, принадлежащие к семейству AP2/ERF, являются непосредственными мишенями MP [44]. Потеря функции этих генов также приводит к нарушению развития гипофизы [45].
Для спецификации стволовых клеток АМК необходима работа генов PLT. Экспрессия PLT1 и 2 наблюдается в центральном домене зародыша, начиная со стадии октанта, и в дальнейшем обнаруживается в линзовидной клетке. PLT3 и PLT4 (BABYBOOM) начинают работать, начиная со стадии сердечковидного зародыша, экспрессируясь в проваскулярных и в линзовидной клетках [46, 47]. Мутанты с потерей функции двух и более генов PLT характеризуются нарушениями в делении гипофизы и формируют бескорневые проростки. Для экспрессии PLT1 и PLT2 также необходима работа MP [46], хотя они, по-видимому, не являются его непосредственными мишенями [43]. В поддержании АМК участвуют также ТФ SCR, SHR и SCZ. Потеря функции любого из этих генов приводит к полной или частичной потере идентичности клеток покоящегося центра [48, 39]. Также выявлен ряд генов, отвечающих за детерминацию стволовых клеток в АМП: это SHOOTMERISTEMLESS − ген, принадлежащий семейству гомеобокс-содержащих генов KNOX [49], а также гены групп HD-ZIP III (REV, PHB, PHV и CORONA (CNA)) [50] и HD-ZIP II (HOMEOBOX ARABIDOPSIS THALIANA 3 (HAT3), ARABIDOPSIS THALIANA HOMEOBOX 4 (ATHB4) и ATHB2) [51]. Потеря функции гена STM или множественные мутации по перечисленным генам HD-ZIP III или II ведут к отсутствию АМП в зародыше. Эти гены также необходимы для поддержания АМП в постэмбриональный период развития.
Ген ZWILLE (ZLL) − маркер внутренних клеток на стадии дерматогена, на глобулярной стадии ограничивает зону своей экспрессии зачатками проводящих тканей и адаксиальной стороной примордиев семядолей. Интересно, что работа этого гена, принадлежащего к группе ARGONAUTE, также необходима для формирования АМП у зародыша (хотя и не нужна для ее развития и поддержания после прорастания). При этом ZLL экспрессируется не в зоне закладки АМП, а в зачатках проводящих тканей, находящихся ниже нее. В мутантах zll в зоне АМП накапливается микроРНК из группы miR165/166. С помощью другого белка группы ARGONAUTE – AGO1, miR165/166 подавляет экспрессию генов группы HD-ZIP III – REVOLUTA, PHABULOSA и ATHB15, необходимых для формирования АМП. Предполагается, что ZLL, связываясь с miR165/166 в сосудистых тканях, секвестрирует ее и препятствует ее транспорту в зону формирования АМП, связыванию с AGO1 и сайленсингу генов HD-ZIPIII. Таким образом, ZLL ограничивает зону активности miR165/166 и делает возможной закладку АМП (рис. 4) [52].
Формирование билатеральной оси симметрии. Заложение семядолей
Переход от глобулярной стадии к стадии сердечковидного зародыша связан прежде всего с формированием билатеральной оси симметрии и закладкой семядолей. Сайты формирования примордиев семядолей маркируются ауксиновыми максимумами, которые создаются в первую очередь с помощью транспортера PIN1, при этом ауксин транспортируется в места закладки семядолей через клетки протодермы, а его отток осуществляется сквозь внутренние клетки примордия, определяя будущие зоны формирования проводящих тканей [53].
За ауксиновый ответ в примордиях семядолей отвечает, по видимому, также фактор MP, потеря его функции может приводить к развитию одной семядоли вместо двух [54]. Потеря функции мишеней MP DORNRÖSCHEN и DORNRÖSCHEN-LIKE, может вызывать сходные аномалии в развитии семядолей [45].
Позже на сердечковидной стадии в семядолях можно наблюдать экспрессию генов, специфичных для проводящих тканей, таких как TMO5 [31] и AHP6 [55], что позволяет предположить начало дифференцировки клеток прокамбия.
Как уже было сказано выше, важную роль в заложении этих клеток играет ауксиновый транспорт. Его участие в развитии проводящих тканей в семядолях подтверждает, в частности, то, что мутации в генах, отвечающих за полярный транспорт ауксина, таких как, например, SCARFACE, приводят к нарушению характера развития проводящих тканей в семядолях и, в конечном счете, к формированию прерывистых сосудистых пучков. SCARFACE кодирует белок из группы ARF-GAP (ADP ribosylation factor − GTPase activating protein), необходимый для правильного везикулярного транспорта переносчиков ауксина PIN [56].
В развитие семядолей вовлечены также антагонисты генов группы KNOX – гены, кодирующие ТФ ASYMMETRIC LEAVES 1, содержащий домен LATERAL ORGAN BOUNDARY (LOB) и ТФ AS2 с доменом MYB. AS1 и AS2 экспрессируются в примордиях семяодолей [57, 58]. Исследования взрослых растений показали, что они формируют комплекс, который подавляет экспрессию генов KNOX I класса − BREVIPEDICELLUS и KNAT2, что необходимо для подавления меристематической идентичности клеток и их дифференцировки в клетки листа [59]. Вероятно, подобные механизмы характерны и для развития семядолей [1].
Важным этапом в развитии семядолей является формирование границ между семядолями и АМП. Эту функцию выполняют, в частности, гены из группы CUP-SHAPED COTYLEDON (CUC) − CUC2, а также CUC1, выполняющий сходные функции. Мутанты с потерей функции обоих этих генов формируют вместо семядолей радиально-симметричную чашечку (отсюда и название гена). До поздней глобулярной стадии CUC2 экспрессируется либо в апикальном районе в целом, либо не имеют четких паттернов экспрессии. Но на поздней глобулярной стадии он начинает экспрессироваться в медиальной части, которая разделяет примордии семядолей. Он подавляет пролиферацию в этом регионе, создает границу, которая разделяет развивающиеся семядоли. Кроме того, ТФ CUC инициируют экспрессию гена STM в медиальном домене. STM подавляет экспрессию CUC, и в сформировавшемся зародыше (уже после торпедовидной стадии) зоны их экспрессии разделены: STM экспрессируется в АМП, а CUC2 – в кольце клеток, которое отделяет меристему от примордиев семядолей (рис. 5) [60]. В регуляции работы генов CUC принимают участие гены WOX2 и WOX8 (STIMPY-LIKE, STPL). Мутанты с потерей функции WOX2 и WOX8 демонстрируют дефекты в развитии семядолей. У части растений развивается только одна семядоля, у некоторых семядоли имеют разный размер или расположены под углом друг к другу. У этих мутантов, как и у одиночных мутантов wox2 и stpl, часто нарушен сосудистый паттерн в семядолях, он может быть прерывистым. Причиной этих явлений, возможно, является нарушение характера экспрессии генов CUC1-3 [61].
Важным этапом в развитии семядолей является возникновение адаксиально-абаксиальной оси полярности. Маркерами адаксиальной (верхней) стороны листа или семядоли являются гены группы HD-ZIPIII (PHB, PHV и REV). Как уже упоминалось выше, эти же гены участвуют в формировании меристемы и экспрессируются в зачатках проводящих тканей. Мутация с потерей их функции приводит не только нарушению формирования АМП, но и к формированию семядолей без адаксиально-абаксиальной полярности, вся поверхность которых имеет абаксиальные свойства [62]. В то же время маркерами абаксиальной, т.е. нижней, стороны листа являются ТФ из семейств KANADY (KAN) и YABBY (YAB). Гены KAN1-3, а также гены FILAMENTOUS FLOWER и YAB, принадлежащие к семейству YABBY, экспрессируются в периферических клетках нижней части зародыша, а затем на абаксиальной стороне примордия семядолей [63, 64]. Потеря функции генов из группы KANADY и YABBY приводит к формированию увеличенной меристемы и нарушению полярности семядолей и, в дальнейшем, листьев. Например, у мутанта kan1kan2kan4 из-за аномальных периклинальных делений клеток формируются листоподобные выросты на абаксиальной стороне семядолей и на гипокотиле [65]. Взрослые растения, имеющие множественные мутации в генах KANADY и YABBY, также характеризуются нарушением полярности листьев, зачастую они формируют волоски (признак адаксиальной стороны листа) на абаксиальной стороне листа или же образующиеся листья полностью теряют адаксиально-абаксиальную полярность и характеризуются цилиндрической формой [66].
Таким образом, гены, маркирующие абаксиальную сторону семядоли и листа, исходно экспрессируются в основном в латеральных периферических частях зародыша, в то время как адаксиальной стороне семядолей передаются свойства медиальной части зародыша [67].
Переход к стадии покоя. Прорастание
Наряду с морфогенезом зародыша, существенным этапом эмбриогенеза является его созревание. Созревание зародыша в основном заключается в его росте, накоплении питательных веществ и переходе к стадии покоя.
Основными гормонами, контролирующими созревание и прорастание семян, являются абсцизовая кислота, подавляющая прорастание и обеспечивающая устойчивость семени к высыханию, и ее антагонисты — гиббереллины. Из ТФ, участвующих в процессе созревания, наиболее хорошо изучены ТФ из группы LEAFY COTYLEDON: LEC1, LEC2 и FUSCA3 (FUS3). Эта группа объединяет два разных класса ТФ:
LEC1 − субъединица HAP3 транскрипционного фактора, связывающего мотив CCAAT [68], в то время как LEC2 и FUS3 – близкородственные ТФ с доменом B3 [69, 70]. Доменом B3 обладает также другой ТФ, близкий им по функциям – ABI3 (ABSCISIC ACID INSENSITIVE3). Все три гена LEC экспрессируются преимущественно в эмбриогенезе, охватывая и морфогенез, и фазу созревания. В основном их функции связаны с созреванием, а также с приданием ткани общих эмбриогенных свойств [71]. Например, мутации с потерей функций LEC1 или FUS3 приводят к потере устойчивости семян к высыханию: для таких семян характерно преждевременное прорастание, и формирующиеся проростки имеют ряд черт, характерных для уже взрослого растения, в частности, семядоли таких проростков имеют трихомы [72, 68]. Помимо этого, у мутантов lec1, lec2 и fus3 часто наблюдаются аномальные деления клеток суспензора в эмбриогенезе [68]. К настоящему времени выяснено, что мишенями LEC2 и FUS3, а также ABI3, являются гены запасающих белков семени, содержащие в регуляторных областях мотив RY, с которым и связываются эти ТФ [73,71]. LEC1, предположительно, регулирует экспрессию генов запасающих белков посредством индукции экспрессии генов ABI3 и FUS3 [74].
Помимо генов, кодирующих эффекторные белки, LEC регулируют также экспрессию генов различных ТФ, участвующих в ЗЭ, таких как CUC1, BBM и WRINKLED (WRI1) [75]. Другим важным аспектом их функционирования является регуляция гормонального баланса, в целом, гены LEC являются антагонистами гиббереллинов, стимулирующих прорастание, и усиливают действие абсцизовой кислоты, действуя по принципу положительной обратной связи [71]. Кроме того, LEC1 и LEC2 участвуют в метаболизме и сигналинге ауксина, стимулируя экспрессию генов синтеза ауксина группы YUCCA, а также регуляторов ауксинового ответа IAA [76].
Также важными участниками в процессах морфогенеза и, в особенной степени, созревания зародыша являются структуры, окружающие зародыш: эндосперм и семенная кожура. В процессе взаимодействия зародыша с этими структурами также участвуют множество различных регуляторов, таких как фитогормоны и ТФ (подробно эти процессы рассмотрены в ряде обзоров, например, [77, 78, 79]).
Для прорастания семени после стадии покоя необходимо репрессировать гены LEC. В этом процессе участвуют различные ТФ, в частности, ТФ с доменом B3 из группы VAL (VP/ABSCISIC ACID INSENSITIVE3-like) – VAL1 (HSI2), VAL2 (HSL1) и VAL3 (HSL2), которые, как предполагается, осуществляют репрессию за счет привлечения к генам-мишеням деацетилаз гистонов [80]. Кроме того, в репрессию генов LEC вовлечены факторы ремоделинга хроматина, такие как PICKLE [81], а также комплексы факторов, модифицирующие гистоны − PRC2 (POLYCOMB REPRESSIVE COMPLEX 2), добавляющий репрессирующую метку H3K27me3 [82], и PRC1 (POLYCOMB REPRESSIVE COMPLEX 1), добавляющий репрессирующую метку H2AK119ub1 [83].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, к настоящему моменту накоплено большое количество данных о различных участниках зиготического эмбриогенеза и во многих случаях подробно изучены механизмы их работы. В большинстве случаев для инициации развития каких-либо тканей растение использует те же факторы, которые в дальнейшем будут поддерживать их специфичность. Тем не менее, существуют механизмы, характерные именно для определенных стадий эмбриогенеза – в частности, связанные с установлением апикально-базальной полярности (гены WOX2, 8, 9) или с заложением АМП (гены CUC1, 2). На рисунке 1 представлены основные изученные к настоящему времени регуляторы эмбриогенеза, рассмотренные в настоящем обзоре.
Очевидно, что многие сигнальные пути морфогенеза и созревания остаются не исследованными, однако разработанные в последнее время биоинформатические подходы, новые способы редактирования генома, трансформации растений и другие методы делают возможным более детальное изучение эмбриогенеза у растений с потерей функции тех или иных генов, а также ускоряют поиск неизвестных компонентов сигнальных путей.
На наш взгляд, наиболее интересными направлениями в изучении генетической регуляции эмбриогенеза растений являются следующие:
Поиск активаторов эмбрионального фенотипа, подобных генам LEC, и изучение механизмов их работы.
Детальное изучение механизмов активации и репрессии транскрипции в ходе ЗЭ, в основе которых зачастую лежат изменения, традиционно называемые эпигенетическими (метилирование ДНК и модификации гистонов). В качестве примера можно привести белок TOPLESS, осуществляющий репрессорные функции за счет привлечения белков, модифицирующих гистоны [84] или уже упомянутые выше белки группы VAL [80].
Поиск генетических регуляторов формирования границ между разными типами тканей и органов.
Работа поддержана грантом РНФ 16-16-10011 и грантом Президента РФ по поддержке Ведущих научных школ НШ-9513.2016.4.
 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Lau S., Slane D., Herud O., Kong J., Jürgens G. Early embryogenesis in flowering plants: setting up the basic body pattern // Annu Rev Plant Biol. 2012. V. 63. P. 483−506.
2. Титова Г., Шамров И. Проэмбрио // Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции / Под ред. Батыгиной Т.Б. Санкт-Петербург: Мир и семья, 1997. С. 321−325.
3. De Rybel B., Mähönen A., Helariutta Y., Weijers D. Plant vascular development: from early specification to differentiation // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2016. V. 17. P. 30–40.
4. Наумова Т. Ультраструктурные аспекты эмбриогенеза // Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции / Под ред. Батыгиной Т.Б. Санкт-Петербург: Мир и семья, 1997. С. 557−568.
5. ten Hove C., Lu K., Weijers D. Building a plant: cell fate specification in the early Arabidopsis embryo // Development. 2015. V. 142. P. 420-430.
6. Jeong S., Volny M., Lukowitz W. Axis formation in Arabidopsis - transcription factors tell their side of the story // Curr. Opin. Plant Biol. 2012. V. 15. P. 4–9.
7. Smertenko A., Bozhkov P. Somatic embryogenesis: life and death processes during apical–basal patterning // J. Exp. Bot. 2014. V. P. eru005.
8. Ueda M., Zhang Z., Laux T. Transcriptional Activation of Arabidopsis Axis Patterning Genes WOX8/9 Links Zygote Polarity to Embryo Development // Developmental Cell. 2011. V. 20. P. 264−270.
9. Musielak T., Bayer M. YODA signalling in the early Arabidopsis embryo // Biochem. Soc. Trans. 2014. V. 42. P. 408−412.
10. Jeong S., Palmer T., Lukowitz W. The RWP-RK factor GROUNDED promotes embryonic polarity by facilitating YODA MAP kinase signaling // Curr. Biol. 2011. V. 21. P. 1268−1276.
11. Bayer M., Nawy T., Giglione C., Galli M., Meinnel T., Lukowitz W. Paternal control of embryonic patterning in Arabidopsis thaliana // Science. 2009. V. 323. P. 1485−1488.
12. Haecker A., Gross-Hardt R., Geiges B., Sarkar A., Breuninger H., Herrmann M., Laux T. Expression dynamics of WOX genes mark cell fate decisions during early embryonic patterning in Arabidopsis thaliana // Development. 2004. V. 131. P. 657−668.
13. Breuninger H., Rikirsch E., Hermann M., Ueda M., Laux T. Differential expression of WOX genes mediates apical-basal axis formation in the Arabidopsis embryo // Dev. Cell. 2008. V. 14. P. 867−876.
14. Fiume E., Fletcher J. Regulation of Arabidopsis embryo and endosperm development by the polypeptide signaling molecule CLE8 // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 1000−1012.
15. Friml J., Vieten A., Sauer M., Weijers D., Schwarz H., Hamann T., Offringa R., Jürgens G. Efflux-dependent auxin gradients establish the apical-basal axis of Arabidopsis // Nature. 2003. V. 426. P. 147−153.
16. Hamann T., Benkova E., Bäurle I., Kientz M., Jürgens G. The Arabidopsis BODENLOS gene encodes an auxin response protein inhibiting MONOPTEROS-mediated embryo patterning // Genes Dev. 2002. V. 16. P. 1610−1615.
17. Mayer U., Buttner G., Jurgens G. Apical-basal pattern formation in the Arabidopsis embryo: studies on the role of the gnom gene // Development. 1993. V. 117. P. 149−162.
18. De Smet I., Lau S., Mayer U., Jürgens G. Embryogenesis - the humble beginnings of plant life // Plant J. 2010. V. 61. P. 959−970.
19. Lynn K., Fernandez A., Aida M., Sedbrook J., Tasaka M., Masson P., Barton M. The PINHEAD/ZWILLE gene acts pleiotropically in Arabidopsis development and has overlapping functions with the ARGONAUTE1 gene // Development. 1999. V. 126. P. 469−481.
20. Abe M., Katsumata H., Komeda Y., Takahashi T. Regulation of shoot epidermal cell differentiation by a pair of homeodomain proteins in Arabidopsis // Development. 2003. V. 130. P. 635−643.
21. San-Bento R., Farcot E., Galletti R., Creff A., Ingram G. Epidermal identity is maintained by cell-cell communication via a universally active feedback loop in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2014. V. 77. P. 46−58.
22. Ogawa E., Yamada Y., Sezaki N., Kosaka S., Kondo H., Kamata N., Abe M., Komeda Y., Takahashi T. ATML1 and PDF2 Play a Redundant and Essential Role in Arabidopsis Embryo Development // Plant Cell Physiol. 2015. V. 56. P. 1183−1192.
23. Tsuwamoto R., Fukuoka H., Takahata Y. GASSHO1 and GASSHO2 encoding a putative leucine-rich repeat transmembrane-type receptor kinase are essential for the normal development of the epidermal surface in Arabidopsis embryos // Plant J. 2008. V. 54. P. 30−42.
24. Xing Q., Creff A., Waters A., Tanaka H., Goodrich J., Ingram G. ZHOUPI controls embryonic cuticle formation via a signalling pathway involving the subtilisin protease ABNORMAL LEAF-SHAPE1 and the receptor kinases GASSHO1 and GASSHO2 // Development. 2013. V. 140. P. 770−779.
25. Johnson K., Degnan K., Ross Walker J., Ingram G. AtDEK1 is essential for specification of embryonic epidermal cell fate // The Plant Journal. 2005. V. 44. P. 114−127.
26. Smet W., De Rybel B. Genetic and hormonal control of vascular tissue proliferation // Current Opinion in Plant Biology. 2016. V. 29. P. 50–56.
27. Song S., Hofhuis H., Lee M., Clark S.E. Key divisions in the early Arabidopsis embryo require POL and PLL1 phosphatases to establish the root stem organizer and vascular axis // Dev Cell. 2008. V. 15. P. 98–109.
28. De Rybel B., Breda A., Weijers D. Prenatal plumbing - vascular tissue formation in the plant embryo // Physiol Plant. 2014. V. 151. P. 126–133.
29. Mähönen A., Bishopp A., Higuchi M., Niemine K., Kinoshita K., Törmäkangas K., Ikeda Y., Oka A., Kakimoto T., Helariutta Y. Cytokinin Signaling and Its Inhibitor AHP6 Regulate Cell Fate During Vascular Development // Science. 2006. V. 311. P. 94–98.
30. Bonke M., Thitamadee S., Mähönen A., Hauser M., Helariutta Y. APL regulates vascular tissue identity in Arabidopsis // Nature. 2003. V. 426. P. 181–186.
31. De Rybel B., Möller B., Yoshida S., Grabowicz I., Barbier de Reuille P., Boeren S., Smith R., Borst J., Weijers D. A bHLH Complex Controls Embryonic Vascular Tissue Establishment and Indeterminate Growth in Arabidopsis // Developmental Cell. 2013. V. 24. P. 426−437.
32. Rybel B., Adibi M., Breda A., Wendrich J., Smit M., Novák O., Yamaguchi N., Yoshida S., Isterdael G., Palovaara J., Nijsse B. Integration of growth and patterning during vascular tissue formation in Arabidopsis // Science. 2014. V. 345. P. 1255215.
33. Di Laurenzio L., Wysocka-Diller J., Malamy J., Pysh L., Helariutta Y., Freshour G., Hahn M., Feldmann K., Benfey P. The SCARECROW gene regulates an asymmetric cell division that is essential for generating the radial organization of the Arabidopsis root // Cell. 1996. V. 86. P. 423−433.
34. Benfey P., Linstead P., Roberts K., Schiefelbein J., Hauser M., Aeschbacher R. Root development in Arabidopsis: four mutants with dramatically altered root morphogenesis // Development. 1993. V. 119. P. 57−70.
35. Nakajima K., Sena G., Nawy T., Benfey P. Intercellular movement of the putative transcription factor SHR in root patterning // Nature. 2001. V. 413. P. 307−311.
36. Helariutta Y., Fukaki H., Wysocka-Diller J., Nakajima K., Jung J., Sena G., Hauser M., Benfey P. The SHORT-ROOT gene controls radial patterning of the Arabidopsis root through radial signaling // Cell. 2000. V. 101. P. 555−567.
37. Gallagher K., Paquette A., Nakajima K., Benfey, P. Mechanisms Regulating SHORT-ROOT Intercellular Movement // Current Biology. 2004. V. 14. P. 1847–1851.
38. Heidstra R., Welch D., Scheres B. Mosaic analyses using marked activation and deletion clones dissect Arabidopsis SCARECROW action in asymmetric cell division // Genes Dev. 2004. V. 18. P. 1964−1969.
39. Pernas M., Ryan E., Dolan L. SCHIZORIZA Controls Tissue System Complexity in Plants // Current Biology. 2010. V. 20. P. 818−823.
40. Smith Z., Long J. Control of Arabidopsis apical-basal embryo polarity by antagonistic transcription factors // Nature. 2010. V. 464. P. 423−426.
41. Sarkar A., Luijten M., Miyashima S., Lenhard M., Hashimoto T., Nakajima K., Scheres B., Heidstra R., Laux T. Conserved factors regulate signalling in Arabidopsis thaliana shoot and root stem cell organizers // Nature. 2007. V. 446. P. 811−814.
42. Weijers D., Schlereth A., Ehrismann J., Schwank G., Kientz M., Jürgens G. Auxin Triggers Transient Local Signaling for Cell Specification in Arabidopsis Embryogenesis // Developmental Cell. 2006. V. 10. P. 265−270.
43. Schlereth A., Möller B., Liu W., Kientz M., Flipse J., Rademacher E., Schmid M., Jürgens G., Weijers D. MONOPTEROS controls embryonic root initiation by regulating a mobile transcription factor // Nature. 2010. V. 464. P. 913−916.
44. Cole M., Chandler J., Weijers D., Jacobs B., Comelli P., Werr W. DORNRÖSCHEN is a direct target of the auxin response factor MONOPTEROS in the Arabidopsis embryo // Development. 2009. V. 136. P. 1643−1651.
45. Chandler J., Cole M., Flier A., Grewe B., Werr W. The AP2 transcription factors DORNRÖSCHEN and DORNRÖSCHEN-LIKE redundantly control Arabidopsis embryo patterning via interaction with PHAVOLUTA // Development. 2007. V. 134. P. 1653−1662.
46. Aida M., Beis D., Heidstra R., Willemsen V., Blilou I., Galinha C., Nussaume L., Noh Y., Amasino R., Scheres B. The PLETHORA genes mediate patterning of the Arabidopsis root stem cell niche // Cell. 2004. V. 119. P. 109−120.
47. Galinha C., Hofhuis H., Luijten M., Willemsen V., Blilou I., Heidstra R., Scheres B. PLETHORA proteins as dose-dependent master regulators of Arabidopsis root development // Nature. 2007. V. 449. P. 1053−1057.
48. Sabatini S., Heidstra R., Wildwater M., Scheres B. SCARECROW is involved in positioning the stem cell niche in the Arabidopsis root meristem // Genes Dev. 2003. V. 17. P. 354−358.
49. Long J., Moan E., Medford J., Barton M. A member of the KNOTTED class of homeodomain proteins encoded by the STM gene of Arabidopsis // Nature. 1996. V. 379. P. 66−69.
50. Prigge M., Otsuga D., Alonso J., Ecker J., Drews G., Clark S. Class III Homeodomain-Leucine Zipper Gene Family Members Have Overlapping, Antagonistic, and Distinct Roles in Arabidopsis Development // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 61−76.
51. Turchi L., Carabelli M., Ruzza V., Possenti M., Sassi M., Peñalosa A., Sessa G., Salvi S., Forte V., Morelli G., Ruberti I. Arabidopsis HD-Zip II transcription factors control apical embryo development and meristem function // Development. 2013. V. 140. P. 2118−2129.
52. Boscá S., Knauer S., Laux T. Embryonic development in Arabidopsis thaliana: from the zygote division to the shoot meristem // Front Plant Sci. 2011. V. 2. P. 93.
53. Benková E., Michniewicz M., Sauer M., Teichmann T., Seifertová D., Jürgens G., Friml J. Local, efflux-dependent auxin gradients as a common module for plant organ formation // Cell. 2003. V. 115. P. 591−602.
54. Berleth T., Jurgens G. The role of the monopteros gene in organising the basal body region of the Arabidopsis embryo // Development. 1993. V. 118. P. 575–587.
55. Bishopp A., Help H., El-Showk S., Weijers D., Scheres B., Friml J., Benková E., Mähönen A.P., Helariutta, Y. A Mutually Inhibitory Interaction between Auxin and Cytokinin Specifies Vascular Pattern in Roots // Current Biology. 2011. V. 21. P. 917–926.
56. Sieburth L., Muday G., King E., Benton G., Kim S., Metcalf K., Meyers L., Seamen E., Norman, J. SCARFACE Encodes an ARF-GAP That Is Required for Normal Auxin Efflux and Vein Patterning in Arabidopsis // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 1396–1411.
57. Byrne M., Barley R., Curtis M., Arroyo J., Dunham M., Hudson A., Martienssen R. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis // Nature. 2000. V. 408. P. 967−971.
58. Iwakawa H., Ueno Y., Semiarti E., Onouchi H., Kojima S., Tsukaya H., Hasebe M., Soma T., Ikezaki M., Machida C., Machida Y. The ASYMMETRIC LEAVES2 gene of Arabidopsis thaliana, required for formation of a symmetric flat leaf lamina, encodes a member of a novel family of proteins characterized by cysteine repeats and a leucine zipper // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43. P. 467−478.
59. Guo M., Thomas J., Collins G., Timmermans M. Direct repression of KNOX loci by the ASYMMETRIC LEAVES1 complex of Arabidopsis // Plant Cell. 2008. V. 20. P. 48−58.
60. Aida M., Ishida T., Tasaka M. Shoot apical meristem and cotyledon formation during Arabidopsis embryogenesis: interaction among the CUP-SHAPED COTYLEDON and SHOOT MERISTEMLESS genes // Development. 1999. V. 126. P. 1563−1570.
61. Lie C., Kelsom C., Wu X. WOX2 and STIMPY-LIKE/WOX8 promote cotyledon boundary formation in Arabidopsis // Plant J. 2012. V. 72. P. 674−682.
62. Emery J., Floyd S., Alvarez J., Eshed Y., Hawker N., Izhaki A., Baum S., Bowman J. Radial patterning of Arabidopsis shoots by class III HD-ZIP and KANADI genes // Curr. Biol. 2003. V. 13. P. 1768−1774.
63. Bowman J. The YABBY gene family and abaxial cell fate // Curr. Opin. Plant Biol. 2000. V. 3. P. 17−22.
64. Kerstetter R., Bollman K., Taylor R., Bomblies K., Poethig R. KANADI regulates organ polarity in Arabidopsis // Nature. 2001. V. 411. P. 706−709.
65. Izhaki A., Bowman J. KANADI and class III HD-Zip gene families regulate embryo patterning and modulate auxin flow during embryogenesis in Arabidopsis // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 495−508.
66. Eshed Y., Izhaki A., Baum S., Floyd S., Bowman J. Asymmetric leaf development and blade expansion in Arabidopsis are mediated by KANADI and YABBY activities // Development. 2004. V. 131. P. 2997−3006.
67. Jenik P., Gillmor C., Lukowitz W. Embryonic patterning in Arabidopsis thaliana // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2007. V. 23. P. 207−236.
68. Lotan T., Ohto M., Yee K., West M., Lo R., Kwong R., Yamagishi K., Fischer R., Goldberg R., Harada J. Arabidopsis LEAFY COTYLEDON1 is sufficient to induce embryo development in vegetative cells // Cell. 1998. V. 93. P. 1195−1205.
69. Stone S., Kwong L., Yee K., Pelletier J., Lepiniec L., Fischer R., Goldberg R., Harada J. LEAFY COTYLEDON2 encodes a B3 domain transcription factor that induces embryo development // PNAS. 2001. V. 98. P. 11806−11811.
70. Luerssen H., Kirik V., Herrmann P., Miséra S. FUSCA3 encodes a protein with a conserved VP1/AB13-like B3 domain which is of functional importance for the regulation of seed maturation in Arabidopsis thaliana // Plant J. 1998. V. 15. P. 755−764.
71. Braybrook S., Harada J. LECs go crazy in embryo development // Trends in Plant Science. 2008. V. 13. P. 624−630.
72. Keith K., Kraml M., Dengler N., McCourt P. fusca3: A Heterochronic Mutation Affecting Late Embryo Development in Arabidopsis. // Plant Cell. 1994. V. 6. P. 589−600.
73. Mönke G., Altschmied L., Tewes A., Reidt W., Mock H. Bäumlein H., Conrad U. Seed-specific transcription factors ABI3 and FUS3: molecular interaction with DNA // Planta. 2004. V. 219. P. 158–166.
74. Kagaya Y., Toyoshima R., Okuda R., Usui H., Yamamoto A., Hattori T. LEAFY COTYLEDON1 controls seed storage protein genes through its regulation of FUSCA3 and ABSCISIC ACID INSENSITIVE3. Plant Cell Physiol. 2005. V. 46. P. 399–406.
75. Jia H., Suzuki M., McCarty D. Regulation of the seed to seedling developmental phase transition by the LAFL and VAL transcription factor networks // Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 2014. V. 3. P. 135−145.
76. Braybrook S., Stone S., Park S., Bui A., Le B., Fischer R., Goldberg R., Harada J. Genes directly regulated by LEAFY COTYLEDON2 provide insight into the control of embryo maturation and somatic embryogenesis // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2006. V. 103. P. 3468−3473.
77. Agarwal P., Kapoor S., Tyagi A. Transcription factors regulating the progression of monocot and dicot seed development // Bioessays. 2011. V. 33. P. 189–202.
78. Sreenivasulu N., Wobus U. Seed-Development Programs: A Systems Biology–Based Comparison Between Dicots and Monocots // Annual Review of Plant Biology. 2013. V. 64. P. 189–217.
79. Locascio A., Roig-Villanova I., Bernardi J., Varotto S. Current perspectives on the hormonal control of seed development in Arabidopsis and maize: a focus on auxin // Front Plant Sci. 2014. V. 5. P. 412.
80. Zhou Y., Tan B., Luo M., Li Y., Liu C., Chen C., Yu C., Yang S., Dong S., Ruan J., Yuan L. HISTONE DEACETYLASE19 interacts with HSL1 and participates in the repression of seed maturation genes in Arabidopsis seedlings // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 134−148.
81. Zhang H., Bishop B., Ringenberg W., Muir W., Ogas J. The CHD3 remodeler PICKLE associates with genes enriched for trimethylation of histone H3 lysine 27 // Plant Physiol. 2012. V. 159. P. 418−432.
82. Makarevich G., Leroy O., Akinci U., Schubert D., Clarenz O., Goodrich J., Grossniklaus U., Köhler C. Different Polycomb group complexes regulate common target genes in Arabidopsis // EMBO Rep. 2006. V. 7. P. 947−952.
83. Kim S., Lee J., Eshed-Williams L., Zilberman D., Sung Z. EMF1 and PRC2 cooperate to repress key regulators of Arabidopsis development // PLoS Genet. 2012. V. 8. P. e1002512.
84. Ke J., Ma H., Gu X., Thelen,A., Brunzelle J., Li J., Xu H., Melcher K. Structural basis for recognition of diverse transcriptional repressors by the TOPLESS family of corepressors // Sci Adv. 2015. V. 1. P. e1500107.
 Подписи к рисункам статьи Твороговой и Лутовой “ ГЕНЕТИЧЕСКАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ЗИГОТИЧЕСКОГО ЭМБРИОГЕНЕЗА У ПОКРЫТОСЕМЕННЫХ РАСТЕНИЙ”

Рис. 1. Общая схема развития зародыша Arabidopsis thaliana.
Под стрелками указаны основные процессы, происходящие при дифференцировке клеток зародыша, а также гены-участники этих процессов. Также подписаны стадии развития зародыша (кроме торпедовидной стадии). По ten Hove et al., 2015 [5].
Рис. 2. Сигнальные пути, отвечающие за формирование апикально-базальной полярности.
(а) Путь YODA. Рецепторо-подобная киназа SHORT SUSPENSOR активирует киназу YODA, которая, посредством активации киназ MPK3 и 6, активирует работу ТФ GROUNDED (способ активации на сегодняшний день неизвестен). ТФ GROUNDED необходим для удлинения зиготы и последующего формирования суспензора [9]. (б) Путь WRKY2-WOX. ТФ WRKY2 активирует экспрессию генов ТФ WOX8 и WOX9 в базальной клетке. CLE-пептид CLE8 также необходим для запуска экспрессии гена WOX8 . WOX8 и WOX9 необходимы для асимметричного деления зиготы и для нормального развития базального и центрального доменов зародыша. Кроме того, они стимулируют экспрессию в апикальном домене зародыша, гена WOX2, отвечающего за правильную ориентацию делений клеток в этом домене [13, 14].
Рис. 3. Сигнальные пути, отвечающие за радиальную дифференцировку тканей.
(а) Сигнальные пути, участвующие в развитии протодермы. ТФ ZHOUPI стимулирует экспрессию протеиназы ALE1. Предполагается, что работа ALE1 необходима для формирования пептидных лигандов, воспринимаемых рецепторными киназами GASSHO1 и GASSHO2. Эти киназы необходимы для дифференцировки протодермы. С другой стороны, киназа ACR4 стимулирует экспрессию генов ATML1 и PDF2, также отвечающих за дифференцировку клеток протодермы [21, 24]. (б) Путь LHW, участвующий в формировании проводящих тканей. ТФ TMO5 и его гомологи (TMO5-like 1 и 2), образуя димеры с ТФ группы LHW, стимулируют экспрессию генов LOG, в частности LOG4. Работа LOG4 приводит к образованию активных форм цитокининов, которые стимулируют деление клеток-предшественниц проводящих тканей [32].
Рис. 4. Модель действия белка ZWILLE в эмбриогенезе.
(а) В зародышах дикого типа белок ZLL, как предполагается, секвестрирует ингибитор HD-ZIPIII − микроРНК miR165/166 в медиальном домене зародыша, не давая ей связываться с AGO1. Это делает возможным накопление мРНК HD-ZIPIII в медиальном домене и формирование АМП. (б) В зародышах с потерей функции ZLL микроРНК miR165/166 может связываться с белком AGO1, уменьшая количество транскриптов HD-ZIPIII и делая невозможным формирование АМП. Черные кружки с отсутствующим сектором обозначают miR165/166. Волнистые линии обозначают транскрипты HD-ZIPIII. Точки обозначают белок AGO1. Темно-серым цветом обозначена зона экспрессии ZWILLE, а светло-серым цветом − развивающаяся АМП. По Boscá et al., 2011 [52].
Рис. 5. Паттерны экспрессии генов CUC2 (а) и STM (б) в эмбриогенезе.
На глобулярной стадии (сверху) оба гена экспрессируются в узкой зоне между развивающимися семядолями. В развившемся зародыше STM экспрессируется в зоне АМП, а CUC2 − в кольце клеток, окружающем АМП. Черным цветом обозначены зоны экспрессии. Слева изображены плоскости срезов зародыша, в которых можно наблюдать указанные зоны экспрессии. По Aida et al., 1999 [60].