УДК 581.1
ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ЭТИЛЕНА И АБК ПРИ РЕГУЛЯЦИИ УРОВНЯ ПОЛИАМИНОВ У Arabidopsis thaliana ВО ВРЕМЯ УФ-В СТРЕССА
©2009 г. В. Ю. Ракитин, О. Н. Прудникова, Т. Я. Ракитина, В. В. Карягин,
П. В. Власов, Г. В. Новикова, И. Е. Мошков
Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук, Москва
Поступила в редакцию 19.05.2008 г.
Исследовали действие экзогенного этилена (0.01–100 мкл/л) на содержание АБК и полиаминов и экзогенной АБК на синтез этилена и содержание полиаминов и устойчивость к УФ-В радиации двухнедельных стерильно выращенных растений Arabidopsis thaliana (L.) Heinh., расы Columbia. Этилен стимулировал накопление полиаминов только в концентрациях 0.1–10 мкл/л, способных активировать синтез АБК. Обработка экзогенной АБК (50–5000 мкМ, 1 мкл на растение) уменьшала УФ-В индуцированный синтез этилена и потерю спермидина и спермина, увеличивая содержание предшественника этих полиаминов – путресцина. АБК ингибировала накопление сырой массы необлученных и облученных растений, но предохраняла их от сильного повреждения и гибели после высокой (18 кДж/м2) и летальной (27 кДж/м2) доз УФ-В. Представленные данные демонстрируют взаиморегуляцию синтеза этилена и АБК и участие этих фитогормонов в контроле уровня полиаминов при адаптации A. thaliana к УФ-В стрессу.

Ключевые слова: Arabidopsis thaliana – УФ-В – этилен – АБК – путресцин – спермидин – спермин.

----------------------------------------
Сокращения: Пут – путресцин, Спд – спермидин, Спм – спермин.
Адрес для корреспонденции: Ракитин Виктор Юрьевич. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений РАН. Факс: 007 (495) 977-80-18; электронная почта: rakit@ippras.ru
 ВВЕДЕНИЕ

Этилен и АБК участвуют в регуляции практически всех физиологических процессов в растениях, включая покой, прорастание, вегетативный рост, созревание плодов и семян, а также ответные реакции на воздействие окружающей среды. Эти разнообразные функции этилена и АБК обусловлены сложными регуляторными механизмами, которые контролируют их образование, деградацию, восприятие и передачу сигналов. Содержание этилена и АБК в растениях непрерывно изменяется под влиянием условий окружающей среды, хотя поддерживается обычно на низком уровне. Однако при переходе растений к новой онтогенетической программе и в стрессовых условиях (при засухе, засолении, действии экстремальных температур, окислительном и УФ-В стрессе) изменение интенсивности синтеза этилена и АБК проявляется в наибольшей степени. [15].
В последние годы возрастает интерес к проблеме взаимодействия путей трансдукции сигналов этилена и АБК. Сигнальные пути гормонов рассматривают как сложную сеть переноса информации [6]. Генетические нарушения, приводящие к изменению ответной реакции на один гормон, могут вызвать изменения в синтезе, деградации или чувствительности к другому гормону. Так, прорастание семян мутантов Arabidopsis thaliana еtr1-1 и ein2-1, нечувствительных к этилену, гиперчувствительно к АБК, а мутант ctr1-1, с конститутивно функционирующим этиленовым сигнальным путем, проявляет пониженную чувствительность к АБК. В противоположность ситуации при прорастании семян, рост корней мутантов ein2 и еtr1-1 был нечувствителен как к этилену, так и АБК. Отсюда следует, что для ингибирования АБК роста корня необходим функционирующий этиленовый сигнальный путь, хотя это ингибирование не обусловлено синтезом этилена. Таким образом, этиленовый путь, в который вовлечены ETR1, CTR, EIN2, негативно регулирует покой семян, ингибируя сигналинг АБК, однако эти два гормональных каскада действуют синергично при ингибировании роста корней. [7, 8]. Этилен также может изменять направленность ростовых реакций, изменяя содержание АБК в растениях. Так, на начальных стадиях роста этиолированных проростков риса экзогенный этилен в концентрации 10 мкл/л снижал уровень АБК в колеоптилях, усиливая их растяжение, но одновременно тормозил рост корней и листьев, повышая в них содержание АБК [9]. Этилен увеличивает синтез АБК, повышая экспрессию гена NCED, контролирующего образование ксантоксина  предшественника АБК. Экспрессия NCED возрастала, когда клетки растений теряли тургор в ответ на стресс окружающей среды или во время развития семян и почек [10]. В противоположность этому этилен ингибировал синтез АБК за счет снижения экспрессии гена NCED и усиления деградации АБК до фазеевой кислоты в устойчивом к затоплению Rumex polustris [11]. У погруженного в воду риса этилен также вызывал снижение содержания АБК, экспрессируя 8'-гидроксилазу АБК [12]. АБК, в свою очередь, модифицирует синтез этилена. Экзогенная АБК усиливала активность промоторов трех генов АЦК-синтазы в трансгенных по этим промоторам A. thaliana [13]. Другие исследования демонстрируют важную роль экзогенной АБК в уменьшении продукции этилена при низком водном потенциале у томатов и при УФ-В стрессе у арабидопсиса. Кроме того, было обнаружено, что продукция этилена повышена в АБК-дефицитных мутантах томата flacca и A. thaliana abi [4, 14]. Таким образом, АБК и этилен либо ослабляют, либо усиливают синтез или действие друг друга, и характер их взаимодействия обусловлен типом ткани, стадией развития, видом растения и спецификой изучаемого процесса [15].
Наряду с этиленом и АБК, полиамины регулируют рост, клеточное деление, дифференцировку, репликацию ДНК и вовлечены в адаптацию к стрессовым воздействиям [16]. Основные полиамины, найденные в клетках растений, – диамин путресцин (Пут), триамин спермидин (Спд) и тетрамин спермин (Спм). Это положительно заряженные при физиологических pH молекулы, что позволяет им взаимодействовать с отрицательно заряженными макромолекулами ДНК, РНК, белками и фосфолипидами. Они участвуют в регуляции физических и химических свойств мембран, модифицируют структуру и функционирование нуклеиновых кислот и ферментов. Стрессовые условия могут вызывать увеличение или уменьшение содержания полиаминов в зависимости от типа и продолжительности действия стрессовых факторов и вида растения. Не обнаружено единой закономерности в синтезе полиаминов при ответах растений на различные стрессоры, но во многих случаях продемонстрирована протекторная роль этих соединений, особенно Спд и Спм [17, 18]. Среди солидного числа работ, посвященных действию абиогенных стрессоров на содержание полиаминов, лишь несколько описывают реакцию на УФ-В излучение. Так, в растениях фасоли уровень свободных полиаминов существенно снижался в ответ на УФ-В, в основном за счет Пут, что коррелировало с потерей хлорофилла [19]. В растениях огурца УФ-В радиация приводила к дозозависимому уменьшению площади, сухого веса листьев и высоты растения, а также к существенному увеличению содержания Пут, Спд и Спм [20]. В растениях устойчивого к УФ-В сорта табака Bel B, подвергнутых УФ-В облучению, накопление полиаминов, особенно Пут, в тилакоидных мембранах является частью одного из первичных защитных механизмов фотосинтетического аппарата. С другой стороны, повышенная чувствительность к УФ-В табака Bel W3 связана с его неспособностью увеличивать содержание Пут в тилакоидных мембранах [21]. В листьях риса УФ-В облучение также стимулировало накопление Пут, увеличивая активность аргининдекарбоксилазы – фермента биосинтеза Пут, причем одновременно возрастало и содержание АБК [22]. В A. thaliana УФ-В облучение вызывало всплеск образования этилена, после чего возрастало содержание АБК и Пут [5].
Настоящая работа была предпринята для выяснения участия этилена и АБК в адаптации растений A. thaliana к УФ-В радиации, в частности, за счет активации одного из защитных механизмов – синтеза полиаминов.

МЕТОДИКА

Выращивание растений. Растения Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. дикого типа расы Columbia выращивали 14 дней в стерильных условиях на агаризованной среде ВелиминскогоГихнера [23] при температуре воздуха 23/18С день/ночь, 16-часовом фотопериоде, с использованием люминесцентных ламп ЛБ-80 (Россия) при освещенности 150 мкмоль/(м2 с). При изучении влияния УФ-В и экзогенной АБК на выделение этилена растения выращивали по 10 штук в сцинтилляционных флаконах объемом 23 мл ("Wheaton Scientific", США), пропускающих свет с длиной волны выше 280 нм. Для всех других экспериментов – по 50 штук в чашках Петри.
Облучение растений УФ-В. Растения однократно облучали в интенсивно вентилируемой камере при помощи эритемных ламп ЛЭ-30 (Россия) при интенсивности света 5 ± 0.5 Вт/м2 в области УФ-В диапазона 280320 нм. Дозу радиации регулировали продолжительностью облучения. По степени воздействия на растения (торможение роста, повреждения или гибель) были использованы следующие дозы УФ-В радиации: умеренная – 9 кДж/м2 (30 мин), высокая  18 кДж/м2 (60 мин) и летальная – 27 кДж/м2 (90 мин). Перед облучением с чашек Петри и флаконов снимали крышки и закрывали прозрачной для УФ-В пленкой ("Paclan", Польша).
Обработка АБК. За сутки до облучения растения обрабатывали растворами 2-цис,4-транс-АБК с концентрациями 5, 50, 500 или 5000 мкМ (по 50 мкл на чашку Петри или по 10 мкл на флакон) при помощи дозирующего опрыскивателя, смонтированного из автоматического дозатора Ленпипет степпер ("Термо Лабсистемс", Россия) и распылительной головки.
Обработка этиленом. Растения экспонировали в атмосфере с концентрациями этилена 0.01, 0.1, 1, 10 или 100 мкл/л. Чашки Петри с выращенными в них растениями помещали на 24 ч в герметично закрытые стеклянные 20-литровые камеры, в которые затем вводили этилен. Этилен получали щелочным гидролизом 2-хлорэтилфосфоновой кислоты. Концентрацию этилена, двуокиси углерода и кислорода в атмосфере камер определяли газохроматографическими методами в начале и перед окончанием обработки растений этиленом [24].
Определение выделения этилена. Выделение этилена определяли у неповрежденных растений методом газоадсорбционной хроматографии на газовом хроматографе (Цвет 106, Россия) с пламенно-ионизационным детектором и устройством для концентрирования углеводородов [5, 24].
Определение свободных полиаминов. Содержание Пут, Спд и Спм определяли в розетках растений методом ВЭЖХ [25] с модификациями [5] на жидкостном хроматографе высокого давления НР 1090 ("Hewlett-Packard", США).
Определение содержания АБК в розетках растений проводили на газовом хроматографе (Газохром 1109, Россия) с высокочувствительным и селективным по отношению к АБК детектором по захвату электронов [5].

РЕЗУЛЬТАТЫ

Взаиморегуляция синтеза этилена и АБК

Для проверки предположения о том, что этилен в A. thaliana может активировать синтез АБК, определяли действие экзогенного этилена на накопление АБК в отсутствие УФ-В стресса. Растения на 24 ч помещали в атмосферу этилена с концентрациями 0.01100 мкл/л. За это время содержание АБК увеличивалось только при концентрации этилена 1 мкл/л (рис. 1, кривая 1). Через 24 ч после окончания экспонирования растений в атмосфере этилена с концентрациями 0.1 и 1 мкл/л происходило 45-кратное, а после обработки этиленом с концентрацией 10 мкл/л  только 2-кратное увеличение содержания АБК. При концентрации этилена 100 мкл/л уровень АБК не изменялся (рис. 1, кривая 2).
В необлученных растениях обработка АБК ингибировала синтез этилена только в концентрации 5000 мкМ (рис. 2, кривая 1), а в облученных растениях АБК ингибировала УФ-В индуцированное образование этилена в концентрациях 55000 мкМ (рис. 2, кривая 2).
Влияние экзогенного этилена на содержание полиаминов

УФ-В облучение вызывало существенное выделение этилена и следующее за этим накопление Пут [5]. Поэтому возникал вопрос, способен ли экзогенный этилен в отсутствие УФ-В стресса вызывать накопление полиаминов в растениях. Через сутки после 24 ч экспозиции растений в атмосфере, содержавшей этилен в концентрации 1 мкл/л, уровень Пут возрастал на 33%, Спд – на 25%, а содержание Спм увеличивалось незначительно (рис. 3). Следует отметить, что увеличение содержания полиаминов происходило только при концентрациях этилена 0.110 мкл/л, способных увеличивать содержание АБК (рис. 1 и 3).

Влияние экзогенной АБК на содержание полиаминов при УФ-В стрессе

УФ-В радиация повышала уровень АБК в растениях и вызывала подъем содержания Пут с максимумом через 24 ч после облучения при всех дозах, кроме летальной. Содержание Спд и Спм резко снижалось при увеличении доз УФ-В, причем эти потери были тем больше, чем меньше возрастало содержание Пут (таблица).
Предварительная обработка растений растворами АБК увеличивала содержание Пут в соответствии с возрастающими концентрациями от 50 до 5000 мкМ, как в необлученных растениях, так и при всех дозах УФ-В (рис. 4а). Наибольшее увеличение содержания Пут происходило в необлученных растениях и облученных УФ-B в летальной дозе (рис. 4а, кривые 1 и 4).
Экзогенная АБК мало влияла на содержание Спд и Спм в необлученных или получивших умеренную дозу УФ-В растениях (рис. 4б, кривые 1 и 2; 4в, кривые 1 и 2). Однако после облучения высокой и летальной дозами УФ-В обработка растений АБК приводила к значительному увеличению содержания этих полиаминов (рис. 4б, кривые 3 и 4 и 4в, кривые 3 и 4).

Влияние экзогенной АБК на накопление сырой массы
и устойчивость растений к УФ-В стрессу
 
УФ-В радиация вызывала дозозависимое торможение накопления сырой массы, а при высокой и летальной дозах – значительные повреждения или гибель растений (рис. 5). АБК вызывала небольшое ингибирование роста необлученных растений. Наибольшее торможение накопления сырой массы (на 30%) было отмечено на 7-е сутки при концентрации АБК 5000 мкМ (рис. 5б, кривая 1). В растениях, облученных сублетальными дозами УФ-B, АБК слабо влияла на накопление сырой массы (рис. 5а5в, кривые 2 и 3). После дозы УФ-В 27 кДж/м2 растения, обработанные растворами АБК с концентрациями меньше 50 мкМ, погибали к 14-му дню после облучения, в то время как концентрации 50 мкМ и выше защищали их от гибели (рис. 5в, кривая 4). Таким образом, экзогенная АБК повышала устойчивость растений к УФ-В стрессу.

ОБСУЖДЕНИЕ

Было показано, что в A. thaliana УФ-В вызывает существенное увеличение синтеза этилена с максимумом через 5 ч после облучения. За это время происходило лишь 1.5-кратное увеличение содержания АБК. Однако в течение 24–48 ч, когда выделение стрессового этилена снижалось, содержание АБК возрастало в несколько раз (таблица) [5]. При проверке предположения о том, что этилен мог служить активатором синтеза АБК, оказалось, что за время 24-часовой обработки этиленом необлученных растений содержание АБК немного увеличивалось, а в следующие 24 ч, уже в отсутствие экзогенного этилена, возрастало в несколько раз (рис. 1). Таким образом, было показано, что экзогенный этилен и УФ-В вызывали сходную динамику накопления АБК. Более того, активация синтеза АБК носила индуктивный характер, так как не требовала постоянного присутствия экзогенного этилена. Наибольший эффект наблюдали при концентрациях этилена 0.1–1 мкл/л, которые являются оптимальными при регуляции большинства функциональных ответов вегетирующих растений [26]. Высокая концентрация этилена (100 мкл/л) блокировала накопление АБК (рис. 1).
УФ-В радиация вызывала дозозависимое торможение роста, а при высоких и летальных дозах – сильное повреждение или гибель растений A. thaliana [1, 3, 5]. Экзогенная АБК в отсутствие или при умеренных уровнях стрессового воздействия тормозила накопление сырой массы растений. Однако в серьезной стрессовой ситуации, при летальной дозе УФ-В, предварительная обработка АБК спасала растения от гибели (рис. 5). Протекторная роль АБК отмечена при многих абиотических стрессах, хотя при биотических стрессах обработка АБК снижала устойчивость растений [27]. Мутанты растений, дефектные по биосинтезу АБК, менее устойчивы к стрессам окружающей среды [28]. АБК усиливает закрытие устьиц для минимизации потерь воды при засухе и осмотическом стрессе. Она также активирует экспрессию ряда стресс-индуцируемых генов, продукты которых ответственны за синтез полиаминов, совместимых осмолитов и LEA-подобных белков, которые вместе усиливают толерантность растения к стрессу [29, 30]. Защитное действие АБК может быть объяснено, в частности, тем, что она способна контролировать образование этилена, как это показано при холодовом и УФ-В стрессах (рис. 2) [3, 31].
По-видимому, снижение синтеза этилена и, следовательно, его концентрации, увеличивает чувствительность растений к АБК [7, 8], вследствие чего возрастает интенсивность АБК-опосредованных реакций, в частности, синтез полиаминов, которые, осуществляя свои многочисленные протекторные функции, могут выступать в качестве ингибиторов синтеза этилена [16, 32].
В качестве подтверждения того, что АБК является одним из необходимых факторов, контролирующих содержание полиаминов, можно рассматривать тот факт, что в необлученных растениях экзогенный этилен только при концентрациях 0.1 и 1 мкл/л, стимулирующих накопление АБК, повышал и содержание полиаминов (Пут, Спд и Спм). При высокой концентрации этилена (100 мкл/л), блокирующей накопление АБК, не было обнаружено изменений в содержании полиаминов в необлученных растениях (рис. 1 и 3).
Накопление АБК в необлученных растениях под влиянием экзогенного этилена, ингибирование УФ-В индуцированного синтеза этилена экзогенной АБК (рис. 2) и их влияние на синтез Пут предполагают, что и эндогенные этилен и АБК участвуют в контроле уровня полиаминов при адаптации A. thaliana к УФ-В стрессу. Однако направленность этих процессов в значительной степени зависит от дозы УФ-В. Так, в A. thaliana после умеренной дозы УФ-В, сопровождавшейся интенсивным всплеском образования этилена, АБК накапливалось меньше, чем при высокой и летальной дозах, а содержание Пут возрастало в несколько раз (таблица). Высокая и летальная дозы УФ-В вызывали накопление гораздо бóльших количеств АБК, чем слабая и умеренная дозы, однако при этом не происходило накопления Пут, содержание Спд и Спм снижалось и растения сильно повреждались или даже погибали [5]. Возможно, это происходило из-за интенсивного расходования Пут при сильном стрессе. Поэтому предварительная обработка АБК повышала устойчивость растений A. thaliana к УФ-В, уменьшая потери Спд и Спм за счет дополнительной активации синтеза Пут (рис. 4). При этом растения выживали даже после дозы УФ-В, летальной для необработанных АБК растений (рис. 5). По-видимому, отношения между уровнем полиаминов и стрессом являются более сложными, нежели простая индукция их синтеза [33]. Динамика содержания полиаминов в значительной степени зависит от функционирования путей их деградации, конъюгации и транспорта [34]. Полученные данные показывают, что этилен и АБК, взаимно регулируя синтез друг друга, контролируют уровень полиаминов при адаптации растений A. thaliana к УФ-В стрессу.
Работа выполнена при частичной поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 05-04-49643).
 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Ракитина Т.Я., Власов П.В., Ракитин В.Ю. Гормональные аспекты различной устойчивости мутантов Arabidopsis thaliana к ультрафиолетовой радиации // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 421-426.
2. Schwartz S.H., Qin., Zeevaart J.A.D. Elucidation of the Indirect Pathway of Abscisic Acid Biosynthesis by Mutants, Genes, and Enzymes // Plant Physiol. 2003. V. 131. Р. 1591-1601.
3. Ракитина Т.Я., Ракитин В.Ю., Власов П.В., Прудникова О.Н. Влияние АБК на индуцированное УФ-Б выделение этилена у etr и ctr мутантов Arabidopsis thaliana // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 737-741.
4. Rosado A., Amaya I., Valpuesta V., Cuartero J., Botella M.A., Borsani O. ABA- and Ethylene-Mediated Responses in Osmotically Stressed Tomato Are Regulated by the TSS2 and TOS1 Loci // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 3327-3335.
5. Ракитин В.Ю., Прудникова О.Н., Карягин В.В., Ракитина Т.Я., Власов П.В., Борисова Т.А., Новикова Г.В., Мошков И.Е. Выделение этилена, содержание АБК и полиаминов в Arabidopsis thaliana при УФ-В стрессе // Физиология растений. 2008. Т. 55. С. 355-361.
6. Gazzarrini S., McCourt P. Cross-Talk in Plant Hormone Signalling: What Arabidopsis Mutants Are Telling Us // Ann. Bot. 2003. V. 91. P. 605-612.
7. Beadoin N., Serizet C., Gosti F., Giraudat J. Interactions between Abscisic Acid and Ethylene Signaling Cascades // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1103-1115.
8. Ghassemian M., Nambara E., Cutler S., Kawaide H., Kamiya Y., McCourt P. Regulation of Abscisic Acid Signaling by the Ethylene Response Pathway in Arabidopsis // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1117-1126.
9. Lee T.M., Lur H.S., Shieh Y.J., Chu C. Levels of Abscisic Acid in Anoxia- or Ethylene-Treated Rice (Oryza sativa L.) Seedlings // Plant Sci. 1994. V. 95. P. 125-131.
10. Kraft M., Kuglitsch R., Kwiatkowski J., Frank M., Grossmann K. Indole-3-Acetic Acid and Auxin Herbicides Up-Regulate 9-cis-Epoxycarotenoid Dioxygenase Gene Expression and Abscisic Acid Accumulation in Cleavers (Galium aparine): Interaction with Ethylene // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 1497-1503.
11. Benschop J.J., Jackson M.B., Guhl K., Vreeburg R.A., Croker S.J., Peeters A.J., Voesenek L.A. Contrasting Interactions between Ethylene and Abscisic Acid in Rumex Species Differing in Submergence Tolerance // Plant J. 2005. V. 44. P. 756-768.
12. Saika H., Okamoto M., Miyoshi K., Kushiro T., Shinoda S., Jikumaru Y., Fujimoto M., Arikawa T., Takahashi H., Ando M., Arimura S., Miyao A., Hirochika H., Kamiya Y., Tsutsumi N., Nambara E., Nakazono M. Ethylene Promotes Submergence-Induced Expression of OsABA8ox1, a Gene That Encodes ABA 8'-Hydrolase in Rice // Plant Cell Physiol. 2007. V. 48. P. 287-298.
13.  Wang N.N., Shih M.C., Li N. The GUS Reporter-Aided Analysis of the Promoter Activities of Arabidopsis ACC Synthase Genes AtACS4, AtACS5, and AtACS7 Induced by Hormones and Stresses // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 909-920.
14. Ракитина Т.Я., Власов П.В., Жалилова Ф.Х., Кефели В.И. Абсцизовая кислота и этилен в мутантах Arabidopsis thaliana, различающихся по устойчивости к ультрафиолетовой (УФ-Б) радиации // Физиология растений. 1994. Т. 41. С. 682-686.
15. Chow B., McCourt P. Hormone Signaling from Developmental Context // J. Exp. Biol. 2004. V. 55. P. 247-251.
16. Кузнецов Вл.В., Радюкина Н.Л., Шевякова Н.И. Полиамины при стрессе: биологическая роль, метаболизм и регуляция // Физиология растений. 2006. Т. 53. С. 658-683.
17. Rhee H.J., Kim E.J., Lee J.K. Physiological Polyamines: Simple Primordial Stress Molecules // J. Cell. Mol. Med. 2007. V. 11. Р. 685-703.
18. Groppa M.D., Benavides M.P. Polyamines and Abiotic Stress: Recent Advances // Amino Acids. 2008. V. 34. P. 35-45.
19. Smith J., Burrit D., Bannister P. Ultraviolet-B Radiation Leads to a Reduction in Free Polyamines in Phaseolus vulgaris L. // Plant Growth Regul. 2001. V. 35. P. 289-294.
20. Ан Л.Ж., Лиу К., Цанг М.К., Чен Т., Лиу Я.Х., Фенг Х.Я., Ху С.Дж., Кянг В.Я., Ванг К.Л. Влияние повышенных доз УФ-Б радиации на содержание полиаминов и проницаемость мембран листьев огурца // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 732-736.
21. Lutz C., Navakoudis E., Seidlitz H.K., Kotzabasis K. Simulated Solar Irradiation with Enhanced UV-B adjust Plastid- and Thylakoid-Associated Polyamine Changes for UV-B Protection // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1710. Р. 24-33.
22. Lin W., Wu X., Linag K., Guo Y., He H., Chen F., Liang Y. Effect of Enhanced UV-B Radiation on Polyamine Metabolism and Endogenous Hormone Contents in Rice (Oryza sativa L.) // Ying yong Shengtai xue bao. 2002. V. 13. P. 807-813.
23. Veleminsky J., Gichner T. Sterile Culture of Arabidopsis on Agar Medium // Arabidopsis Information Service. V. 1 / Ed. Kranz A.R. Frankfurt/Main: J.W. Goethe-Univ., 1964. P. 34-35.
24. Ракитин В.Ю., Ракитин Л.Ю. Определение газообмена и содержания этилена, двуокиси углерода и кислорода в тканях растений // Физиология растений. 1986. Т. 33. С. 403-413.
25. Flores H.E., Galston A.W. Analysis of Polyamines in Higher Plants by High Performance Liquid Chromatography // Plant Physiol. 1982. V. 69. P. 701-706.
26. Abeles F., Morgan P., Salveit J. Ethylene in Plant Biology. San Diego, California: Academic, 1992. 414 p.
27. Anderson J.P., Badruzsaufari E., Schenk P.M., Manners J.M., Desmond O.J., Ehlert C., Maclean D.J., Ebert P.R., Kazan K. Antagonistic Interaction between Abscisic Acid and Jasmonate-Ethylene Signaling Pathways Modulates Defense Gene Expression and Disease Resistance in Arabidopsis // Plant Cell. 2004. V. 16. P. 3460-3479.
28. Xiong L., Shumaker K.S., Zhu J.K. Cell Signaling during Cold, Drought and Salt Stresses // Plant Cell. 2002. V. 14. P. S165-S183.
29. Bray E.A. Abscisic Acid Regulation of Gene Expression during Water-Deficit Stress in the Era of the Arabidopsis Genome // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 153-161.
30. Finkelstein R.R., Gampala S.S., Rock C.D. Abscisic Acid Signaling in Seeds and Seedlings // Plant Cell. 2002. V. 14. P. S15-S45.
31. Kim T.E., Kim S.-K., Han T.J., Lee J.S., Chang S.C. ABA and Polyamines Act Independently in Primary Leaves of Cold-Stressed Tomato (Lycopersicon esculentum) // Physiol. Plant. 2002. V. 115. P. 370-376.
32. Bregoli A.M., Scaramagli S., Costa G., Sabatini E., Ziosi V., Biondi S., Torrigiani P. Peach (Prunus persica) Fruit Ripening: Aminoethoxyvinylglycine (AVG) and Exogenous Polyamines Affect Ethylene Emission and Flesh Firmness // Physiol. Plant. 2002. V. 114. P. 472-481.
33. Bouchereau A., Aziz A., Larher F., Martin-Tanguy J. Polyamines and Environmental Challenges: Recent Development // Plant Sci. 1999. V. 140. P. 103-125.
34. Martin-Tanguy J. Metabolism and Function of Polyamines in Plants: Recent Development (New Approaches) // Plant Growth Regul. 2001. V. 34. P. 135-148.
 

Содержание АБК и полиаминов в розетках A. thaliana через 24 ч после воздействия УФ-В радиации

Вещество

 

Доза УФ-В радиации, кДж/м2

0

9

18

27

АБК, пкг/растение

 

 

11.5 ± 0.9

 

16.0 ± 0.8

 

24.0 ± 1.3

 

35.4 ± 2.3

Путресцин, нмоль/растение

 

 

0.09 ± 0.01

 

 

0.48 ± 0.03

 

 

0.17 ± 0.01

 

 

0.06 ± 0.01

 

Спермидин, нмоль/растение

 

 

0.96 ± 0.08

 

 

0.84 ± 0.06

 

 

0.41 ± 0.03

 

 

0.23 ± 0.01

Спермин, нмоль/растение

 

 

0.34 ± 0.04

 

 

0.21 ± 0.02

 

 

0.08 ± 0.01

 

 

0.06 ± 0.01

 


 ПОДПИСИ К РИСУНКАМ
Рис. 1. Влияние экзогенного этилена на содержание АБК в розетках Arabidopsis thaliana.
Содержание АБК после 24-часовой обработки этиленом (1) и через сутки после 24-часовой обработки этиленом (2). Концентрация этилена в воздухе – 0.01 мкл/л.

Рис. 2. Влияние экзогенной АБК на выделение этилена необлученными (1) и облученными 9 кДж/м2 УФ-В (2) растениями Arabidopsis thaliana.
Измерение выделение этилена проводили через 5 ч после облучения.

Рис. 3. Содержание путресцина (а), спермидина (б) и спермина (в) в розетках Arabidopsis thaliana через сутки после 24-часовой обработки этиленом.
Концентрация этилена в воздухе – 0.01 мкл/л.

Рис. 4. Содержание путресцина (а), спермидина (б) и спермина (в) в обработанных АБК розетках Arabidopsis thaliana через 24 ч после облучения УФ-В.
1 – 0, 2 – 9, 3 – 18, 4 – 27 кДж/м2. Бар – стандартная ошибка средних значений. Контроль – содержание полиаминов в растениях, необработанных АБК, но облученных соответствующей дозой УФ-В.

Рис. 5. Влияние экзогенной АБК на изменение сырой массы розеток Arabidopsis thaliana через 1 (а), 7 (б) и 14 (в) суток после облучения УФ-В.
1 – 0, 2 – 9, 3 – 18, 4 – 27 кДж/м2. Бар – стандартная ошибка средних значений. Контроль – масса необлученных и необработанных АБК розеток.