УДК 581.1
ВЛИЯНИЕ КОНЦЕНТРАЦИИ АММОНИЯ НА СОДЕРЖАНИЕ БЕЛКА, ХЛОРОФИЛЛА И КОЛИЧЕСТВО РИБОСОМ В КЛЕТКАХ МИКСОТРОФНОГО КАЛЛУСА СОИ
© 2008 г. А. П. Смолов*, Г. А. Семенова**
* Институт фундаментальных проблем биологии Российской академии наук, Пущино, Московская обл.
** Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук, Пущино, Московская обл.
Поступила в редакцию 25.05.2007 г.

Исследовали влияние концентрации экзогенного аммония на содержание белка, хлорофилла и количество рибосом в клетках миксотрофного каллуса сои (Glycine max L.). Кривые зависимости содержания белка и хлорофилла отличались друг от друга лишь при концентрациях экзогенного аммония выше 20 мМ. Увеличение содержания белка и хлорофилла в клетках наблюдали только в диапазоне 2−10 мМ аммония в среде. Более низкие концентрации аммония не изменяли содержание белка и хлорофилла, которое сохранялось на уровне контрольного варианта. Содержание рибосом в клетках было низким, если аммоний не входил в состав питательной среды. Присутствие аммония в составе питательной среды (0.01−20.0 мМ) вызывало многократное и не зависящее от концентрации аммония увеличение числа рибосом в клетке. Обсуждается представление о том, что аммоний является фактором, контролирующим формирование и функционирование белоксинтезирующих структур и опосредованно влияющим на содержание зеленого пигмента в хлоропластах клеток миксотрофного каллуса.

Ключевые слова: Glycine max – миксотрофный каллус – аммоний – белок – хлорофилл – рибосомы

----------------------------------------------
Адрес для корреспонденции: Смолов Александр Петрович. 142290 Московская обл., Пущино, Институт фундаментальных проблем биологии РАН. Факс: 007 (496) 733-05-32; электронная почта: smap49@mail.ru
ВВЕДЕНИЕ

Хорошо известно, что в качестве источника азота растительные клетки могут использовать как окисленную (нитрат), так и восстановленную (аммоний) форму минерального азота. Кроме того, установлено, что сочетание нитратной и аммонийной форм наиболее благоприятно для роста и развития растительных клеток, так как способствует повышению содержания в них аминокислот и белка [1, 2]. Поскольку ион аммония непосредственно участвует в образовании аминокислот (реакции аминирования органических кислот), можно считать, что в этих реакциях проявляется его субстратная роль.
С другой стороны, существует множество экспериментальных фактов, которые указывают на несубстратную (возможно, регуляторную) роль аммония в целом ряде процессов жизнедеятельности растительной клетки, таких как клеточный рост [3], биосинтез полисахаридов клеточных стенок [4], синтез белка [2], активность ассимилирующих азот ферментов [5], гетеротрофная фиксация углекислоты [6], мобилизация вакуолярного пула нитрата [7] и др. При этом предполагаются различные пути регуляторного воздействия аммония на индукцию синтеза ферментов [2], на изменение цитоплазматического рН [6], на транспортную функцию мембранных барьеров [7].
При исследовании влияния экзогенного аммония на ультраструктуру фотосинтетического аппарата каллусных клеток сои [8] мы установили, что присутствие аммония в среде способствовало увеличению количества ламелл в строме, увеличивало число и размеры гран, уменьшало размеры осмиофильных глобул и крахмальных зерен (или способствовало их полному исчезновению) в фотосинтезирующей органелле. Помимо изменений в структуре хлоропластов, увеличивалась электронная плотность других органелл (матрикса митохондрий) и самой цитоплазмы. Наличие аммония в среде (20 мМ) приводило к увеличению числа рибосом в клетке в несколько раз.
Следует заметить, что такие же изменения структуры хлоропластов под влиянием экзогенного аммония происходят и в клетках in vivo, и это связывают с усилением транспорта углеводов из хлоропластов [9]. Однако сам по себе выход углеводов из хлоропластов не может обеспечивать появление дополнительных мембранных образований (ламеллы стромы и гран) в фотосинтетическом аппарате. Для этого необходимо усиление белкового пути метаболического обмена, поскольку основу любой мембранной структуры составляет белково−липидный комплекс [10]. Структурные изменения клеточных органелл (т.е. увеличение количества мембранных образований) и значительное увеличение числа рибосом в наших опытах [8] как раз и свидетельствовали об усилении белковой направленности метаболических процессов.
Однако двукратное увеличение содержания белка в клеточной массе растений Paul`s Scarlet Rose наблюдали и при действии “несубстратных” количеств аммония (72.8 мкМ) в питательной среде [2]. Авторы предположили, что “несубстратные” количества аммония могут влиять на активность основных азот-ассимилирующих ферментов и таким образом повышать содержание белка в клетках.
Следует заметить, что биосинтез белка – это процесс, в котором участвуют не только субстратные (аминокислоты) и регуляторные факторы (ферменты, pH, неорганические ионы), но и элементы структуры (в частности, рибосомы). В наших экспериментах, как упоминалось выше, добавка экзогенного аммония (20 мМ) вызывала значительное увеличение числа рибосом в клетке [8].
Поскольку каждая рибосома представляет собой нуклеопротеидный комплекс, то возникает вопрос, как соотносятся процесс биосинтеза белка с формированием белоксинтезирующих структур в клетке: идут ли они параллельно, либо существует другой путь − увеличение каталитической активности самих рибосом? Кроме того, процесс поглощения аммония клеткой растянут во времени. Следовательно, поступление аммония в клетку и его утилизация приводят к постоянному изменению концентрации этого компонента как в среде, так и, возможно, в самой клетке.
Целью настоящей работы было исследование влияния концентрации экзогенного аммония на содержание общего белка и количество рибосом в клетках миксотрофного каллуса сои. Параллельно с этим изучали изменение содержания хлорофилла (как одного из составляющих компонентов пигмент−липопротеинового комплекса фотосинтезирующей мембраны) от концентрации аммония в питательной среде.

МЕТОДИКА

В опытах была использована миксотрофная каллусная культура сои (Glycine max L.), которую выращивали в 250-миллилитровых конических колбах с 50 мл питательной среды при 26оС при освещении 4−5 клк и 16-часовом фотопериоде. За основу была взята стандартная питательная среда МС [11], в которой, в зависимости от целей эксперимента, варьировали концентрацию аммония или гидролизата казеина (“Sigma”, США).
Определение количества общего белка и хлорофилла в каллусе, как и содержание рибосом проводили на стационарной стадии роста каллусной ткани (30−35 дней культивирования).
Для определения содержания белка в клеточной массе навеску сырого растительного материала (0.5−1.0 г) растирали в ступке с 5 мл охлажденного ацетона. Образовавшуюся смесь центрифугировали на центрифуге ЦУМ-1 при 4000 об./мин в течение 10 мин до получения прозрачного супернатанта, который впоследствии удаляли. Осадок высушивали и вновь гомогенизировали с 5 мл 1 N NaOH. После гомогенизации смесь помещали в кипящую водяную баню на 15 мин для гидролиза осадка, охлаждали и оставляли на ночь при комнатной температуре. На следующий день надосадочную жидкость анализировали на содержание общего белка по методу [12] после повторной процедуры центрифугирования.
Для определения содержание хлорофилла в клетках навеску растительного материала (0.5−1.0 г сырой массы) растирали с 5 мл охлажденного ацетона; экстрагировали пигменты в течение ночи, а затем определяли оптическую плотность экстракта при 652 нм [13].
Рост клеток (содержание их сухой массы) оценивали взвешиванием после высушивания образцов при 95оС до получения постоянного значения веса определяемой навески.
Подсчет числа рибосом цитоплазмы осуществляли на электронно-микроскопических фотоснимках срезов каллусов, фиксированных по описанному ранее способу [14]. Для этого кусочки каллуса диаметром 2−3 мм фиксировали в 2.5%-ном глутаровом альдегиде с постфиксацией в 1%-ном растворе тетраокиси осмия. Обезвоживание и заливку в эпоксидную смолу проводили по стандартным методикам. Ультратонкие срезы контрастировали уранилацетатом и цитратом свинца по общепринятым стандартным методикам.
Представленные рисунки являются характерными результатами одного из пяти биологических экспериментов. В таблице приводятся средние значения из 7−10 повторностей одного биологического эксперимента и их стандартные ошибки.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Действие концентрации аммония в питательной среде на содержание белка в расчете на сухой вес в миксотрофных клетках каллуса сои представлено на рис. 1. Содержание белка заметно возрастало при увеличении концентрации аммония в среде до 10 мМ, а затем кривая выходила на плато, т.е. содержание белка в расчете на сухой вес не изменялось вплоть до концентрации аммония 60 мМ. При более детальном исследовании (вставка на рис. 1) мы наблюдали нелинейное накопление белка в интервале концентраций аммония 0−10 мМ: накопление белка происходило только после порогового значения 1−2 мМ.
Рост каллуса сои (накопление сухого веса) активно происходил при концентрациях аммония 0−30 мМ (рис. 2). Дальнейшее повышение концентрации аммония в среде заметно подавляло рост каллуса. Поскольку при этих высоких концентрациях содержание белка в расчете на сухой вес оставалось постоянным, его общее содержание в клетках снижалось параллельно снижению сухого веса.
Содержание хлорофилла в расчете на сухой вес возрастало вплоть до концентрации экзогенного аммония 10 мМ, оставалось постоянным в интервале концентраций до 30 мМ и затем, в отличие от содержания белка, резко снижалось (рис. 3). Как и в случае содержания белка, концентрации аммония ниже 1−2 мМ не влияли на содержание хлорофилла (вставка на рис. 3).
Подсчет числа рибосом при электронно-микроскопическом исследовании клеток, подвергшихся воздействию различных концентраций экзогенного аммония, показал, что при полном отсутствии этого компонента в питательной среде количество рибосом соответствовало уровню 20−70 рибосом/мкм2 площади среза. При всех остальных испытанных концентрациях экзогенного аммония в среде (0.01–20.0 мM) содержание рибосом в клетках увеличивалось в несколько раз (до 200−400 рибосом/мкм2 площади среза) и не зависело от концентрации аммония (таблица).
Результаты эксперимента с заменой экзогенного аммония, являющегося субстратом для синтеза аминокислот, на готовые к использованию для синтеза белка аминокислоты гидролизата казеина, представлены на рис. 4. В эксперименте использовали широкий диапазон концентраций этого компонента среды (от 0 до 2000 мг/л). Однако ни в одном из проведенных экспериментов, не удалось обнаружить влияния гидролизата казеина на содержание белка в клетках каллуса сои. Лишь некоторое увеличение в содержании хлорофилла отмечали при достаточно высоких концентрациях гидролизата (рис. 4).

ОБСУЖДЕНИЕ

Итак, предполагавшаяся ранее причина структурных изменений в каллусной клетке и ее органеллах под воздействием иона NH4+ [8] находит свое подтверждение в экспериментах по влиянию концентрации экзогенного аммония на содержание белка в клетках каллуса сои.
Ранее мы считали, что при наличии аммония в питательной среде исчезновение из хлоропластов крахмальных зерен (или уменьшение их размеров) [8] могло быть связано с усилением метаболической направленности обмена в сторону белкового синтеза. Наблюдавшееся исчезновение (или уменьшение размеров) осмиофильных глобул в хлоропластах [8] и усиление аминокислотной направленности обмена [1] с последующим возможным синтезом белковых молекул давали основание полагать, что присутствие в клетках "достаточного" количества аммония может способствовать формированию белково−липидных структур − мембранных образований. Таким образом, синтезируя дополнительное количество белков и используя "липидный резерв" (осмиофильные глобулы), клетка вполне могла бы сформировать необходимые белково−липидные образования, каковыми и являются мембранные структуры. К тому же следует заметить, что согласно современным представлениям, мембранные белки и липидные компоненты мембран синтезируются в одном компартменте – на мембранах гранулярного эндоплазматического ретикулума [15, с. 246] и, следовательно, могли бы комплексно поставляться в места сборки мембранных структур.
Результаты опыта по влиянию концентрации экзогенного аммония на содержание белка в каллусной ткани показали, что увеличение содержания белка происходило в ограниченном диапазоне концентрации NH4 от 2 до 10 мM (рис. 1 и вставка). Более низкие и более высокие концентрации аммония не влияли на содержание белка в расчете на сухой вес.
Поскольку при всех испытанных концентрациях экзогенного аммония количество рибосом на срезах заметно возрастало, но не зависело от концентрации аммония (таблица), можно предположить, что наличие NH4+ в среде (возможно и меньше 0.01 мM) является сигналом для формирования белоксинтезирующего аппарата клетки. Кроме того, сопоставив результаты представленные на рис. 1 и в таблице, можно считать, что концентрация NH4+ в среде, равная 1−2 мM, является достаточной (пороговой) для усиления сформированными рибосомами белоксинтезирующей активности, которая при 10 мM NH4+ в среде достигает своего максимального значения.
Представляется вероятным, что существуют, по крайней мере, два способа воздействия аммония на синтез белка: первый приводит к созданию (при концентрации ниже 0.01 мМ) и стабилизации (при концентрации до 1−2 мМ) рибосом, в то время как второй (при концентрации выше 2 мМ) активирует их функционирование.
По-видимому, неслучайно на ранней стадии ростового цикла клетки культуры in vitro поглощали, в первую очередь, экзогенный аммоний и лишь к началу линейной стадии ростового цикла параллельно с ионами NH4+ начинал поступать экзогенный нитрат [16, 17]. Такая избирательность клетки в поглощении минерального азота может указывать на то, что ион NH4+ требуется для формирования структуры белоксинтезирующего аппарата (таблица) и возможно для активации одного из азот-ассимилирующих ферментов – нитратредуктазы [5].
Электронно-микроскопические исследования других авторов показали, что уже в лаг-фазе роста клеток культуры моркови, сахарной свеклы, табака и гаплопаппуса начиналось значительное увеличение числа рибосом и полисом [18].
Перед началом экспериментов мы предполагали, что отсутствие (или дефицит) аммония в составе питательной среды (и как следствие этого, снижение активности биосинтеза аминокислот) можно было компенсировать добавкой в среду экзогенных аминокислот. Тем более, что при биосинтезе белка растительная клетка in vitro, по-видимому, может использовать аминокислоты, поступающие извне [19, 20].
Обычно для лучшего роста культур клеток in vitro используют гидролизат казеина молока в концентрациях 0.5−1.0 г/л [20]. Использование гидролизата казеина в качестве экзогенного альтернативного источника аминокислот для различных биосинтетических процессов ранее осуществлялось в опытах с каллусной культурой Atropa belladonna [21]. Согласно данным [22, с. 482], в гидролизате казеина больше всего содержится пролина, лейцина + изолейцина и глутамина. К тому же, на клетках A. belladonna было показано, что именно пролин способен усиливать ростовую и нитратредуктазную активность клеток [21]. Однако при замене в среде иона NH4+ на гидролизат казеина (диапазон использованных концентраций 0−2 г/л) нам не удалось обнаружить какого-либо увеличения в содержании белка (рис. 4). Наоборот, в некоторых экспериментах при низких концентрациях гидролизата казеина мы наблюдали повышенное (по сравнению с внесенным в составе гидролизата казеина) количество аминокислот в среде (результаты не приведены). Поэтому вполне вероятно предположить либо низкую белоксинтезирующую активность рибосомальных структур клеток, выращенных на безаммонийной среде, либо низкую проникающую способность клеточных стенок сои для экзогенных аминокислот, по сравнению с этой способностью у клеток A. belladonna. В пользу первого предположения (низкая каталитическая способность рибосом) говорит тот факт, что добавка гидролизата казеина к питательной среде все-таки вызывала увеличение содержания хлорофилла в клетках (рис. 4), а небольшая величина наблюдавшегося эффекта могла быть связана с низким содержанием соответствующих аминокислот (глицина и аланина) в гидролизате казеина, которые требуются для начала синтеза хлорофилла [23].
Ранее [24] и сейчас (рис. 3) было показано, что присутствие аммония в составе питательной среды значительно увеличивает содержание молекул хлорофилла, при наличии которых и формируются пигмент−липопротеиновые комплексы хлоропластов [25].
Связь между усилением синтеза хлорофилла и изменением направленности метаболических процессов под действием аммония (усиление образования аминокислот [1]) вполне оправдана, поскольку образование пиррольных колец хлорофилла происходит из молекул аминокислот и органических кислот [23, с. 11]. Согласно данным [26], содержание органических кислот в клетках, по-видимому, достаточно и не может лимитировать процесс биосинтеза хлорофилла.
На наш взгляд, наличие пороговой концентрации экзогенного аммония, за которой происходил эффект усиления синтеза хлорофилла (рис. 3, вставка), может свидетельствовать об опосредованном влиянии NH4+ на синтез пигмента. Например, вследствие усиления синтеза свободных эндогенных аминокислот, дающих начало функционированию цепи реакций биосинтеза хлорофилла, либо вследствие создания дополнительных мест встраивания пигмента во вновь образованных мембранах клеточных структур в результате усиления синтеза белковых компонентов (рис. 1, вставка).
С другой стороны, нельзя исключить, что отсутствие или дефицит NH4+ в клетке может снижать поступление другого, обязательного для биосинтеза белка катиона – Mg2+ [27]. Дефицит двухвалентного катиона в клетке должен приводить и к снижению содержания хлорофилла, поскольку Mg2+ является элементом структуры этого соединения. Однако отметим, что и в отсутствие экзогенного аммония добавка гидролизата казеина, как альтернативного источника аминокислот (аланина и глицина [23]) для синтеза хлорофилла, вызывала некоторое увеличение содержания пигмента (рис. 4). Следовательно, отсутствие аммония в среде не вызывало прекращение поступления в клетку магния – обязательного элемента как для синтеза белка, так и для синтеза хлорофилла. Этот факт также может свидетельствовать в пользу воздействия дефицита иона аммония, а не иона Mg2+, в цепи реакций биосинтеза хлорофилла (например, на этапах синтеза аминокислот).
Концентрации NH4+ выше 30 мM ядовиты для клетки (рис. 2) и приводят к подавлению образования пигмента (рис. 3).
Итак, проведенные нами эксперименты свидетельствуют, что структурные изменения в хлоропластах клеток культуры сои, вызванные наличием (или отсутствием) аммония в составе питательной среды [8], могут быть связаны с изменениями в белковом обмене. При этом непосредственно ион NH4+, помимо субстратной роли, выполняет и несубстратную функцию, связанную со становлением и каталитической функцией белоксинтезирующего комплекса клетки. К оценке роли аммония как регуляторной склонялись и другие авторы [2], например, работавшие с клетками Paul’s Scarlet Rose.
Полное отсутствие аммония в среде не может полностью остановить процесс формирования и функционирования рибосом (20−70 рибосом/мкм2 и ~50 мг белка/г сухой массы). На наш взгляд, при отсутствии экзогенного аммония его регуляторную роль способен выполнять либо К+ [27], либо эндогенный NH4+, который может образовываться в клетке в результате восстановления поглощенного нитрата питательной среды или нитрата вакуолярного пула. В отдельных экспериментах (результаты не приведены) на начальной стадии линейной фазы роста клеток удавалось обнаружить эндогенное содержание свободного аммония (около 20−50 мкг NH4+/г сырой массы) и в клетках, выращенных на безаммонийной среде. Такое содержание эндогенного аммония соответствует концентрации 1−3 мM NH4+ в клетках, что вполне согласуется с результатом, представленным на рис. 1, который указывает на низкое содержание белка в клеточной массе при этой концентрации аммония (пороговая и “допороговая” концентрация аммония).
По-видимому, при отсутствии аммония в составе питательной среды (или его дефиците) образующаяся из поглощенного (или вакуолярного) нитрата восстановленная форма минерального азота, в силу ее быстрой утилизации растительной клеткой и превращении в аминокислоту, недоступна для полноценного формирования рибосомального комплекса. В результате дефицита иона NH4+ роль регулятора (или, возможно, стабилизатора) белоксинтезирующего комплекса частично способен выполнять ион К+ [27].
Данные таблицы указывают, что при всех испытанных концентрациях аммония в среде количество рибосомальных частиц в единице площади среза было значительно выше количества рибосом в клетках, выращенных на среде без аммония. Следовательно, можно считать, что присутствие аммония в среде даже в “допороговых” концентрациях (ниже 1−2 мM) лишь способствует формированию белоксинтезирующих структур растительной клетки in vitro, т.е. выполняет несубстратную функцию.
В заключение отметим, что свободный аммоний, непосредственно участвующий в формировании (и, возможно, стабилизации) рибосомальных структур, необходим для развития растительных клеток. По-видимому, неслучайно, что, несмотря на способность растительных клеток к темновому и световому восстановлению нитрата [28], только при определенных сочетаниях нитратной и аммонийной форм минерального азота достигается наилучший рост и развитие растений. Хотя исследования причин этого явления продолжаются [29], тем не менее, уже сейчас можно сказать, что широко распространенное представление о снижении энергозатрат растения при утилизации свободного аммония (по сравнению с нитратом) и, вследствие этого, увеличения продуктивности растительного организма требует некоторой корректировки.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Bergmann L., Grosse W., Koth P. Influences of Ammonium and Nitrate on N-Metabolism, Malate Accumulation and Malic Enzyme Activity in Suspension Cultures Nicotiana tabacum var. “Samsun” // Z. Pflanzenphysiol. 1976. V. 80. P. 60-70.
2.Mohanty B., Fletcher J.S. Ammonium Influence on Nitrogen Assimilating Enzymes and Protein Accumulation in Suspension Cultures of Paul’s Scarlet Rose // Physiol. Plant. 1980. V. 48. P. 453-459.
3.Mohanty B., Fletcher J.S. Influences of Ammonium on the Growth and Development of Suspension Cultures of Paul’s Scarlet Rose // Physiol. Plant. 1978. V. 42. P. 221-225.
4.Gunter T.A., Ovodov Y.S. Effect of Calcium, Phosphate and Nitrogen on the Cell Growth and Biosynthesis of Cell Wall Polysaccharides by Silene vulgaris Cell Culture // J. Biotechnol. 2005. V. 117. P. 385-393.
5.Leleu O., Vuylsteker C. Unusual Regulatory Nitrate Reductase Activity in Cotyledons of Brassica napus Seedlings: Enhancement of Nitrate Reductase Activity by Ammonium Supply // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 815-823.
6.Wright K.M., Givan C.V. Regulation of Nonautotrophic Carbon Dioxide Assimilation by Ammonia in Cultured Cell of Acer pseudoplatanus L. // Plant Sci. 1988. V. 58. P. 151-158.
7.Beck E., Renner U. Ammonium Triggers Uptake of NO3- by Chenopodium rubrum Suspension Culture Cells and Remobilization of Their Vacuolar Nitrate Pool // Plant Cell Physiol. 1989. V. 30. P. 487-495.
8.Смолов А.П., Ладыгин В.Г., Семенова Г.А. Влияние экзогенного аммония на фотосинтетическое выделение О2 и ультраструктурную организацию клеток каллуса сои // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 658-665.
9.Зернова О.В. Влияние окисленной и восстановленной форм азотного питания на ультраструктуру фотосинтетического аппарата у гороха и пшеницы // Физиология растений. 1993. Т. 40. С. 431-437.
10.Murphy D.J. The molecular organization of the photosynthetic membrane of higher plants // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 864. P. 33-94.
11.Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassays with Tobacco Tissue Culture // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473-497.
12.Bradford M.M. A Rapid and Sensitive Method for the Quantitation of Microgram Quantities of Protein Utilizing the Principle of Protein-Dye Binding // Ann. Biochem. 1976. V. 72. P. 248-254.
13.Arnon D.J. Copper Enzymes in Isolated Chloroplasts. Polyphenol Oxidase in Beta vugaris // Plant Physiol. 1949. V. 24. P. 1-15.
14.Ладыгин В.Г., Семенова Г.А. Влияние дефицита железа на состав хлорофилл-белковых комплексов и ультраструктуру хлоропластов гороха // Физиология растений. 1993. Т. 40. С. 841-849.
15.Ченцов Ю.С. Общая цитология. М.: изд-во МГУ, 1995. 384 с.
16.Campbell W.H., Ziegler P., Beck E. Development of Nitrogen Assimilation Enzymes during Photoautotrophic Growth of Chenopodium rubrum Suspension Cultures // Plant Physiol. 1984. V. 74. P. 947-950.
17.Schmitz U., Lorz H. Nutrient uptake in suspension cultures of Gramineae. II. Suspension cultures of rice (Oryza sativa L.) // Plant Sci. 1990. V. 66. P. 95-111.
18.Кордюм Е.Л., Недуха Е.М., Сидоренко П.Г. Структурно-функциональная характеристика растительной клетки в процессе дифференцировки и дедифференцировки. Киев: Наук. думка, 1980. 113 с.
19.Измайлов С.Ф. Азотный обмен в растениях. М.: Наука, 1986. 320 с.
20.Калинин Ф.Л., Сарнацкая В.В., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии растений. Киев: Наук. думка, 1980. 488 с.
21.Salonen M.-L., Simola L.K. Effect of Nitrate, Ammonium and Some Amino Acids on Growth and Nitrate Reductase Activity in Suspension Cultures of Atropa belladonna // Plant Cell Physiol. 1989. V. 30. P. 1177-1181.
22.Кочетков Н.К., Торгов И.В., Ботвинник М.М. Химия природных соединений. М.: изд-во АН СССР, 1961. 559 с.
23.Чайка М.Т., Савченко Г.Е. Биосинтез хлорофилла в процессе развития пластид. Минск: Наука и техника, 1981. 168 с.
24.Смолов А.П., Олейникова Т.А., Полевая В.С. Об утилизации нитрата клетками гетеро- и миксотрофной культуры Glycine max // Физиология растений. 1992. Т. 39. С. 875-886.
25.Смолов А.П., Кузнецова Н.Ю., Олейникова Т.А., Москаленко А.А. Пигменты и пигмент-белковые комплексы хлоропластов миксотрофного каллуса сои: влияние аммония и диурона // Физиология растений. 1998. Т. 45. С. 653-658.
26.Yamaya T., Ojima K., Ohira K. Studies of the Greening of Cultured Soybean and Ruta Cells. II. Photosynthetic Activities of the Cultured Green Cells // Soil Sci. Plant Nutr. 1977. V. 23. P. 59-66.
27.Спирин А.С., Гаврилова Л.П. Рибосома. М.: Наука, 1971. 254 с.
28.Смолов А.П., Олейникова Т.А. Свет и утилизация нитрата каллусными клетками сои // Изв. АН. Сер. биол. 2003. № 6. С. 670-674.
29.Ruan J., Gerendas J., Hardter R., Sattelmacher B. Effect of Nitrogen Form and Root-Zone pH on Growth and Nitrogen Uptake of Tea (Camellia sinensis) Plants // Ann. Bot. 2007.
Количество рибосом в клетках миксотрофного каллуса сои, выращенного на питательной среде MС с различным содержанием аммония
Концентрация NH4+, мM
Рибосомы, шт./мкм2 площади среза
0
56 ± 10
0.01
304 ± 53
0.10
209 ± 65
0.50
300 ±107
1.00
342 ±157
5.00
352 ± 41
10.00
314 ±107
20.00
351 ± 90
Подписи к рисункам

Рис. 1.Влияние концентрации экзогенного аммония на содержание белка в клетках каллуса к концу ростового цикла.

Рис. 2.Влияние концентрации экзогенного аммония на накопление сухой массы каллуса к концу ростового цикла.

Рис. 3.Влияние концентрации экзогенного аммония на содержание хлорофилла в клетках каллуса к концу ростового цикла.

Рис. 4.Влияние концентрации экзогенного гидролизата казеина на содержание белка (1) и хлорофилла (2) в клетках каллуса к концу ростового цикла.