УДК 581.1
УВЕЛИЧЕНИЕ ИНТЕНСИВНОСТИ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОГО ЛИНЕЙНОГО ТРАНСПОРТА ЭЛЕКТРОНОВ У ЦИАНОБАКТЕРИИ Synechocystis sp. PCC 6803, ЛИШЕННОЙ ФИКОБИЛИСОМ
© 2009 г. И. Н. Стадничук*, Е. П. Лукашев**, И. В. Еланская**, В. А. Бойченко***,
Н. Г. Бухов****
* Институт биохимии им. А.Н. Баха Российской академии наук, Москва
** Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, Москва
*** Институт фундаментальных проблем биологии Российской академии наук, Пущино
**** Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук, Москва
Поступила в редакцию 30.06.2008 г.
Исследовали компенсаторные изменения, происходящие в пигментном аппарате фотосинтеза вследствие полной утраты фикобилисом (ФБС) у клеток PAL-мутанта цианобактерии Synechocystis sp. PCC6803. Соотношение ФБС/хлорофилл, рассчитанное на основании интенсивностей полос в спектрах действия фотосинтетической активности двух фотосистем, составляло у дикого штамма 1 : 70 для ФС II и 1 : 300 - для ФС I. С учетом числа молекул хлорофилла, приходящихся в каждой фотосистеме на один реакционный центр, данные соотношения означали связь ФБС с димерами ФС II и тримерами ФС I и бóльшую степень зависимости ФС II от светопоглощения ФБС в сравнении с ФС I. Соотношение ФС I/ФС II, определенное по фотохимическому сечению реакций двух фотосистем, составило 3.5 : 1.0 для дикого штамма Synechocystis sp. PCC 6803 и 0.7 : 1.0 - для PAL-мутанта. Пятикратное увеличение доли ФС II в пигментном аппарате, соответствует также пятикратному увеличению интенсивности полос при 685 и 695 нм относительно полосы ФС I при 726 нм, зарегистрированному в низкотемпературном спектре флуоресценции PAL-мутанта. Ингибирование ФС II с помощью диурона приводило к резкому возгоранию флуоресценции хлорофилла у PAL-мутанта в сравнении с диким штаммом Synechocystis PCC sp. 6803, означавшему интенсификацию переноса электронов между ФС II и ФС I в мутантных клетках. Тем самым, отсутствие ФБС в мутантном штамме Synechocystis sp. PCC 6803 компенсируется увеличением доли ФС II в пигментном аппарате фотосинтеза и возрастанием интенсивности линейного транспорта электронов.

------------------------------------------------
Сокращение: ФБС - фикобилисомы.
Адрес для корреспонденции: Стадничук Игорь Николаевич. 119071 Москва, Ленинский проспект, 33. Институт биохимии РАН. Факс: 007 (495) 954-14-72; электронная почта: stadnichuk@mail.ru

 

Ключевые слова: Synechocystis 6803 - ФС I - ФС II - фикобилисомы.


ВВЕДЕНИЕ

Пигментный аппарат оксигенного фотосинтеза состоит из двух взаимодействующих фотосистем, ФС I и ФС II. Фотосистемы связаны цепью линейного транспорта электронов и образованы пигмент(белковыми комплексами, содержащими реакционные центры и собственную, или коровую, хлорофильную антенну. Количество поглощаемых фотосистемами световых квантов является важнейшим фактором, определяющим протекание всех последующих этапов фотосинтетического процесса. Для увеличения светопоглощения фотосистемы включают в свой состав дополнительные антенные пигмент(белковые комплексы, не имеющие собственных реакционных центров и передающие поглощенную энергию как ФС II, так и ФС I. У высших растений и зеленых водорослей подобной антенной служит хлорофилл а/в(протеин [1]; у красных водорослей и цианобактерий роль антенны выполняют фикобилисомы (ФБС). Миграция энергии от дополнительной антенны увеличивает число световых квантов, приходящихся на каждый реакционный центр, так как за счет антенны возрастает общее число хромофорных молекул, а абсорбция квантов дополнительными хромофорами происходит в спектральном диапазоне, где поглощение света коровыми пигмент(белковыми комплексами хлорофилла малоэффективно.
Дополнительная антенна является наиболее лабильной частью пигментного аппарата. Хорошо известно, что на избыток освещенности фотосинтезирующая клетка реагирует уменьшением размеров фотосинтетической антенны, что позволяет сохранять протекание первичных процессов фотосинтеза на стабильном физиологическом уровне. Возникает вопрос об адаптивных возможностях фотосинтетического аппарата в противоположном случае, когда освещенность остается неизменной, а дополнительная антенна уменьшается или полностью исчезает. Иными словами, с помощью каких механизмов фотосинтетический аппарат может компенсировать отсутствие дополнительных пигментов?
Комплекс хлорофилл a/b(протеин состоит из нескольких разных полипептидов, что осложняет получение мутантов, полностью свободных от вспомогательной антенны [1]. Более существенным обстоятельством является неустойчивость подобных мутантов в автотрофных условиях роста и потребность в гетеротрофных ростовых добавках для мутантов с блокировкой одного или обоих реакционных центров фотосистем [1]. Переход к гетеротрофному метаболизму ведет к ингибированию активности фотосинтетического аппарата, что не позволяет в полной мере судить об его адаптивных возможностях, компенсирующих инактивацию вспомогательной антенны [2, 3]. Этих недостатков лишен PAL-мутант цианобактерии Synechocystis sp. PCC 6803 (далее Synechocystis 6803), способный к строго автотрофному росту [4].
Одноклеточная цианобактерия с полностью секвенированным геномом, Synechocystis 6803, служит наиболее распространенным объектом для изучения функций ФБС. Белковые суперкомплексы ФБС состоят из фикобилипротеинов, в которых ковалентно-связанные с полипептидами фикобилиновые хромофоры передают поглощенную световую энергию на хлорофилл почти со стопроцентной эффективностью [5, 6]. ФБС, имеющие, как правило, молекулярную массу в несколько миллионов дальтон и содержащие в среднем около двухсот хромофорных молекул, примыкают к комплексам ФС I и ФС II, находясь на поверхности тилакоидной мембраны. Для цианобактерий характерны ФБС полудисковидной формы, основными фикобилипротеиновыми компонентами которой служат С-фикоцианин и аллофикоцианин. Фикобилипротеиновая антенна PAL-мутанта полностью утрачена вследствие делеций в генах, кодирующих С-фикоцианин, аллофикоцианин и якорный полипептид, отвечающий за контакт ФБС с пигмент(белковыми комплексами хлорофилла. Входящие в состав ФБС минорные полипептидные компоненты также не синтезируются клеткой, так как их биосинтез жестко скоординирован с образованием перечисленных фикобилипротеинов. Данные иммунологического анализа и флуоресцентной спектроскопии свидетельствуют, что PAL-мутант не содержит в фикобилипротеинов [4].
В данной работе изменения, происходящие в пигментном аппарате фотосинтеза при полной утрате ФБС PAL-мутантом Synechocystis 6803, исследованы в сопоставлении с диким штаммом той же цианобактерии.

МЕТОДИКА
Объекты исследования. Дикий штамм и PAL-мутант (PC(, (apcAB, (apcE) Synechocystis 6803 выращивали в стационарных условиях в модифицированной ростовой среде BG-11 [7], содержавшей удвоенное количество Na2CO3. Культуры клеток находились при 28(С в 100-миллилитровых колбах под люминесцентными лампами белого света при постоянной освещенности 40 мкЕ/(м2 с). Клетки, достигшие оптической плотности 0.6(0.8 при 750 нм, собирали центрифугированием в логарифмической фазе роста, ресуспендировали в ростовой среде или нейтральном буферном растворе и использовали в экспериментах. Мутантный штамм сохранял способность к фотоавтотрофному росту, хотя его скорость уступала скорости роста дикого штамма [4].
Измерение спектров действия фотохимической активности двух фотосистем и определение соотношения ФС I/ФС II. Активность ФС II определяли по уровню выделения О2 в освещаемой полярографической ячейке. Активность ФС I оценивали по конкурентному к поглощению О2 фотоингибированию клеточного дыхания - эффекту, связанному с пересечением у цианобактерий дыхательной и фотосинтетической цепей транспорта электронов на уровне пластохинона. В первом случае регистрацию вели в присутствии слабоинтенсивного длинноволнового красного света, поглощаемого ФС I, чтобы нивелировать влияние циклического транспорта электронов на скорость клеточного выделения кислорода. Во втором случае регистрацию вели в присутствии 20 мкМ диурона, чтобы устранить активность ФС II, искажающую результаты измерений, проводимых независимо для ФС I. Клетки цианобактерий, отмытые от ростовой среды и ресуспендированные в 50 мМ фосфатном буфере рН 6.8, содержавшем 50 мМ KCl, помещали на поверхность платинового микроэлектрода. Объем полярографической ячейки составлял 0.02 мл при толщине слоя клеточной суспензии, равной 0.65 мм, и оптической плотности, не превышавшей 0.1(0.2 при 675 нм по хлорофиллу. Спектры действия обеих фотореакций измеряли в режиме прерывистого освещения, используя вспышки монохроматического света длительностью 1 с и темновыми интервалами 20(60 с, необходимыми для восстановления первоначального уровня фотохимической активности. Оптическая полуширина щели монохроматора составляла 1(6 нм, интенсивность света, освещавшего образец, равнялась 0.10-0.25 мкЕ/(м2 с) в диапазоне длин волн 550-720 нм. Освещенность образца выравнивали для разных длин волн нейтральными светофильтрами с контролем, калиброванным термоэлементом РТС-20С, и поправкой на отражение света поверхностью платинового электрода.
Соотношение реакционных центров ФС I и ФС II в клетках Synechocystis 6803 (отношение ФС I/ФС II) определяли, воздействуя одиночными вспышками света возрастающей интенсивности и разного спектрального состава на ФС II-зависимое выделение О2 и ФС I-зависимое фотоингибирование дыхания. Получали кривые светового насыщения каждой фотореакции с последующим использованием кривых для расчета содержания функционально активных реакционных центров. Длительность световой вспышки от ксеноновой лампы ИСС-100-3М, снабженной световолоконной оптикой от осветителя ОВС-2, составляла 1.8 мкс, что было на порядок меньше времени одного оборота реакционных центров в сопряженной цепи переноса электронов. Возбуждающий свет пропускали через набор отрезающих и интерференционных светофильтров. Все необходимые измерения параметров двух фотосистем, включая спектры действия специфических фотореакций, проводили на одном образце, что позволяло их сравнивать с минимальной погрешностью. Подробно методика экспериментов была изложена ранее [8, 9].
Определение соотношения ФБС/хлорофилл для ФС I и ФС II. Отношение ФБС/хлорофилл для каждой из двух фотосистем определяли, рассчитывая вклад полос С-фикоцианина и аллофикоцианина и красной полосы хлорофилла в соответствующие спектры действия дикого штамма Synechocystis 6803. По известным коэффициентам экстинкции в максимумах поглощения in vivo для С-фикоцианина (( = 225 мМ-1см-1) [10], аллофикоцианина (( = 240 мМ-1см-1) [10] и хлорофилла (( = 64 мМ-1см-1) [8] осуществляли переход от соотношения интенсивностей трех полос к молярным соотношениям соответствующих пигментов [11]. На последнем этапе расчетов, с учетом количественного состава ядра полудисковидных ФБС Synechocystis 6803, содержавшего 36 молекул аллофикоцианина [6, 10], отношение ФБС/хлорофилл получали, пересчитывая его из полученного перед этим молярного соотношения аллофикоцианина и хлорофилла. Подробное описание расчетов было представлено ранее [11].
Измерение спектров поглощения и флуоресценции. Спектры поглощения и оптическую плотность клеточных образцов измеряли при комнатной температуре на спектрофотометре Varian 2300 ("Aminco") при оптической полуширине щели 2 нм. Образец и кювета сравнения имели толщину 0.2 см и находились непосредственно перед фотоприемником спектрофотометра, чтобы минимизировать светорассеяние. Спектры флуоресценции при комнатной температуре и 77 К регистрировали на модифицированном спектрофлуориметре Hitachi-850 с дополнительной приставкой для низкотемпературных измерений. Оптическая полуширина щелей возбуждающего и измеряющего монохроматоров равнялась 5 нм. Флуоресценцию, регистрируемую в диапазоне 600(800 нм, возбуждали монохроматическим светом 440 нм, преимущественно поглощаемым хлорофиллом, или светом 580 нм, поглощаемым ФБС. Оптическая плотность образцов в красном максимуме поглощения хлорофилла не превышала 0.1, что исключало реабсорбцию излучения. Образцы во время измерений при комнатной температуре помещали в 10-миллиметровую кювету; при 77 К образцы находились в 2-миллиметровом капилляре, погруженном в жидкий азот. Замораживание осуществляли без добавки глицерина, который, уменьшая светорассеяние, одновременно влияет на гидрофобные свойства примембранного пространства тилакоидов, искажая результаты измерений [12].

РЕЗУЛЬТАТЫ

В спектрах поглощения клеток дикого штамма Synechocystis 6803 и PAL-мутанта наличествует характерный красный максимум хлорофилла при 678 нм (рис. 1). Различия спектров поглощения двух штаммов наблюдали в области поглощения ФБС и полностью соответствовали различиям в их пигментном составе. Полоса поглощения ФБС, расположенная при 625 нм, равнялась по интенсивности полосе поглощения хлорофилла в спектре дикого штамма и отсутствовала в спектре мутанта. Сходный по своему положению с этой полосой максимум 627 нм в спектре мутанта является, в полном соответствии с соотношением интенсивностей, сателлитной вибронной полосой красного максимума поглощения хлорофилла при 678 нм.
Присутствие хорошо выраженной полосы 625 нм в спектрах действия ФС I и ФС II дикого штамма Synechocystis 6803 указывает на участие ФБС в функциях обеих фотосистем (рис. 1а). Спектр действия ФС II по своей форме резко отличался и от спектра поглощения, и от спектра действия ФС I более высокой амплитудой максимума ФБС. Различия в интенсивности полос ФБС и хлорофилла в спектре действия ФС II столь велики, что последняя видна лишь в виде небольшого плеча, почти полностью перекрываемого полосой ФБС. В спектре действия ФС I клеток дикого штамма полоса ФБС также присутствовала, но ее амплитуда была близка к наблюдаемой в спектре поглощения. Тем самым, вклад ФБС в функциональную активность ФС II оказывается заметно бóльшим в сравнении с ФС I. Расчет, выполненный для спектра действия каждой из фотосистем, показал, что отношение ФБС/хлорофилл у Synechocystis 6803 составило 1 : 70 ( 5 для ФС II и 1 : 300 ( 15 - для ФС I. Эти соотношения означают, с учетом рентгеноструктурных данных о содержании молекул хлорофилла в коровых комплексах, равном 36 для ФС II [13] и 96 - для ФС I [14], что одна ФБС в ФС II приходится в среднем на два мономера корового пигмент(белкового комплекса хлорофилла, а в ФС I каждая ФБС соответствует трем коровым пигмент(белковым комплексам. В отличие от дикого штамма, оба спектра действия PAL-мутанта не содержали, как и спектр поглощения, никаких следов полос, указывающих на присутствие фикобилипротеинов (рис. 1б). Спектры действия ФС I и ФС II у PAL-мутанта различались лишь уширенным длинноволновым склоном в спектре ФС I, что полностью повторяет различия спектров поглощения двух фотосистем, вызванные наличием в ФС I длинноволновых форм хлорофилла [9].
Отношение ФС I/ФС II, рассчитанное из отношения интегрального ФС II-зависимого выделения кислорода и ФС I-зависимого фотоингибирования дыхания под действием насыщающих световых вспышек, составляло 3.8 ( 0.4 для дикого штамма и 0.7 ( 0.2 - для PAL-мутанта. Тем самым, PAL-мутант имел меньшую долю ФС I в сравнении с диким штаммом. Отсутствие ФБС компенсируется увеличением доли ФС II в пигментном аппарате. Более чем пятикратное возрастание содержания ФС II, выявленное в этих измерениях у мутантного штамма, показало, что ФС I гораздо менее страдает от утраты ФБС-антенны. На увеличенное содержание ФС II у PAL-мутанта Synechocystis 6803 указывалось ранее [4]. Увеличение содержания ФС II даже при частичной утрате фикобилипротеинов в пигментом аппарате клеток было отмечено и у других мутантов Synechocystis 6803 [15] и красной микроводоросли Cyanidium caldarium [16].
Низкотемпературные спектры флуоресценции обоих штаммов, измеренные при 77 К, представлены на рис. 2. При возбуждении излучения в полосе Соре хлорофилла при длине волны 440 нм, где поглощение света ФБС невелико, полосы флуоресценции фикобилипротеинов, расположенные в спектре дикого типа при длинах волн 640 и 662 нм, имели низкую амплитуду, уступая по интенсивности полосам излучения хлорофилла, а в спектре PAL-мутанта, как и следовало ожидать [4], эти полосы полностью отсутствовали. В обоих спектрах выявлялись полосы при длинах волн 685 и 695 нм, принадлежащие, как известно, ФС II, и интенсивная полоса при длине волны 726 нм, принадлежащая ФС I. Главные различия двух спектров заключаются в разной относительной интенсивности полос, принадлежащих двум фотосистемам. У дикого штамма полосы при длинах волн 685 и 695 нм имели малую амплитуду, а у PAL-мутанта они равнялись по интенсивности полосе, расположенной при длине волны 726 нм (рис. 2). Близкое к пятикратному увеличение максимумов при 685 и 695 нм относительно полосы при 726 нм в спектре PAL-мутанта соответствовало упомянутому выше пятикратному возрастанию содержания ФС II, рассчитанному по отношению величин относительной фотоактивности ФС I и ФС II под насыщающими вспышками света.
Различия спектров, вызванные наличием или отсутствием ФБС, ясно проявлялись при возбуждении излучения монохроматическим светом с длиной волны 580 нм. Соответствующие спектры флуоресценции обоих штаммов, измеренные при комнатной температуре, показаны на рис. 3. В спектре излучения дикого штамма Synechocystis 6803 доминирует максимум при длине волны 662 нм, принадлежащий аллофикоцианину, а флуоресценция хлорофилла различима в виде плеча при 685 нм, находящегося на длинноволновом склоне спектра (рис. 3а). У PAL-мутанта из-за отсутствия фикобилипротеинов полоса флуоресценции при 662 нм отсутствовала, и в спектре регистрировался только максимум хлорофилла при 685 нм (рис. 3б).
Как известно, при комнатной температуре флуоресценция хлорофилла почти полностью исходит от ФС II. Добавка диурона ведет к ингибированию разделения заряда в реакционных центрах ФС II и соответствующему возрастанию флуоресценции за счет диссипации расходовавшейся фотохимической энергии в тепло и излучение. Регистрация спектров флуоресценции, использованная в данной работе, служит одним из методов, позволяющих оценить этот процесс. Флуоресценция хлорофилла у дикого штамма увеличивалась на 25% (рис. 3а), в то время как у мутанта она возрастала на 160% (рис. 3б), что в несколько раз превышало увеличение флуоресценции у дикого штамма. Данные, полученные с добавлением диурона, показывают, что увеличение содержания ФС II у PAL-мутанта в сравнении с диким типом Synechocystis 6803 сопровождается соответствующим возрастанием линейного потока электронов.

ОБСУЖДЕНИЕ

В состав ФБС цианобактерий входит до 60% всего водорастворимого клеточного белка [5], что указывает на огромное значение вспомогательной пигментной антенны для поглощения света фотоавтотрофными организмами. Полученные в данной работе отношения ФБС/молекулы хлорофилла 1 : 70 в ФС II и 1 : 300 в ФС I подтверждили это заключение. Если исходить из среднего числа хромофоров в полудисковидных ФБС, равного 200 [5, 6], то эти данные показывают, что три четверти всех пигментных молекул в ФС II и немногим менее половины в ФС I обеспечиваются фикобилипротеиновой антенной. При этом одна ФБС приходится в среднем на два коровых мономера ФС II и (или) - на три мономера ФС I. Поскольку ФС II организована в тилакоидной мембране в виде димеров [17] и ФС I - в виде тримеров [18], полученные численные данные означают, что взаимодействие ФБС с димерами ФС II и тримерами ФС I является формой надмолекулярной организации пигментного аппарата фотосинтеза у одноклеточной цианобактерии Synechocystis 6803. Тот же вывод был сделан ранее при изучении пигментного аппарата нитчатой цианобактерии Spirulina platensis [11]. Можно полагать, что подобное строение характерно для тилакоидов всех цианобактерий. Поглощение света ФБС, исходя из полученных соотношений, представляет большее значение для ФС II, чем для ФС I. Поэтому утрата ФБС у PAL-мутанта, как можно было бы ожидать, должна вызывать компенсаторные перестройки в пользу ФС II. Именно такие изменения были зарегистрированы в данном исследовании пигментного аппарата Synechocystis 6803. Во-первых, у PAL-мутанта в пять раз возрастало содержание коровых комплексов ФС II. Во-вторых, накапливаемые тилакоидами пигмент(белковые комплексы были фотохимически активны, поскольку параллельно с их накоплением резко возрастал нециклический перенос электронов между ФС II и ФС I.
Фотосинтез насыщается при возрастании интенсивности света, потому что максимальная скорость переноса электронов между ФС II и ФС I служит лимитирующим звеном для количества световой энергии, которое фотосинтетический пигментный аппарат способен утилизировать в химическую энергию. По современным представлениям, основой регуляции первичных процессов фотосинтеза in vivo является согласование активности темновых и световых процессов, а также редокс-реакций ФС I и ФС II для того, чтобы избежать перевосстановления компонентов электрон-транспортной цепи тилакоидов. При накоплении восстановленных переносчиков, вызванном избыточным светопоглощением, развивается процесс фотоингибирования, который быстро приводит к инактивации фотосинтетического аппарата [19]. В противоположном случае, т.е. при недостаточном количестве поглощаемых световых квантов, возникает нехватка в линейной фотосинтетической цепи переносчиков электрона и тогда активность фотосинтетического аппарата, как показано в данной работе, поддерживается накоплением коровых комплексов ФС II и увеличением донирования электронов в цепь переноса. Этому способствует возможность альтернативного замещения циклического и нециклического путей транспорта электронов в одних и тех же комплексах ФС I [19, 20].
Установлено, что при реорганизации фотосинтетического аппарата высших растений, возникающей в результате фосфорилирования мембранных белков, содержание в тилакоидах функционально активных единиц ФС II изменялось в 1.5-2.0 раза, однако их спектр действия и размеры антенны остаются неизменными [20]. Эти результаты ясно указывают, что в механизме регуляции первичных процессов фотосинтеза главную роль играет модуляция нециклического переноса электронов. Аналогичный вывод может быть сделан на основании наших данных для функционирования пигментного аппарата у цианобактерий.
Авторы выражают искреннюю благодарность докт. G. Ajlani (Department de Biologie Joliot-Curie, CEA Saclay, 91191 Gif sur Yvette, France) за любезное предоставление PAL-мутанта.
Работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований (гранты № 06-04-48658, № 06-04-48668 и № 06-04-49304).


СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Ладыгин В.Г. Структурно-функциональная организация фотосистем в хлоропластах Chlamydomonas reinhardtii // Физиология растений. 1998. Т. 45. С. 741-762.
2.Лебедева Н.В., Бойченко В.А., Семенова Л.Р., Пронина Н.А., Стадничук И.Н. Влияние глюкозы на хроматическую адаптацию цианобактерии Calothrix PCC-7601 при фотогетеротрофном росте // Физиология растений. 2005. Т. 52. С. 266-273.
3.Егорова Е.А., Бухов Н.Г., Шугаев А.Г., Лось Д.А. Влияние экзогенной глюкозы на поток электронов к фотосистеме I и дыхание у клеток цианобактерий // Физиология растений. 2006. Т. 53. С. 336-342.
4.Ajlani G., Vernotte C. Construction and Characterization of Phycobiliprotein-Less Mutant of Synechocystis sp. PCC 6803 // Plant Mol. Biol. 1998. V. 37. P. 577-580.
5.Стадничук И.Н. Фикобилисомы // Итоги науки и техники. Сер. Биологическая химия. М.: ВИНИТИ, 1991. Т. 46. 176 с.
6.MacColl R. Cyanobacterial Phycobilisomes // J. Struct. Biol. 1998. V. 124. P. 311-334.
7.Herdman M., Delaney S.F., Carr N.G. A New Medium for the Isolation and Growth of Auxotrophic Mutants of the Blue-Green Alga, Anacystis nidulans // J. Gen. Microbiol. 1973. V. 79. P. 233-237.
8.Boichenko V.A. Study of the Organization of Photosynthetic Units by Action Spectra of Functional Activity // Biophysics. 2004. V. 49. P. 238-247.
9.Boichenko V.A., Pinevich A.V., Stadnichuk I.N. Association of Chlorophyll a/b-binding Pcb Proteins with Photosystems I and II in Prochlorothrix hollandica // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1767. P. 801-806.
10.Bryant D.A., Guglielmi G., Tandeau de Marsac N., Castets A.N., Cohen-Bazire G. The Structure of Cyanobacterial Phycobilisomes: A Model // Arch. Microbiol. 1979. V. 123. P. 113-127.
11.Rakhimberdieva M.G., Boichenko V.A., Karapetyan N.V., Stadnichuk I.N. Interaction of Phycobilisomes with Photosystem II Dimers and Photosystem I Monomers and Trimers in the Cyanobacterium Spirulina platensis // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 15 780-15 788.
12.Mao H.-B., Li G.-F., Li D.-H., Wu Q.-Y., Gong Y.-D., Zhang X.-F., Zhao N.-M. Effect of Glycerol and High Temperatures on Structure and Function of Phycobilisomes in Synechocystis sp. PCC 6803 // FEBS Lett. 2001. V. 553. P. 68-72.
13.Ferreira K., Iverson T., Maghlaoui K., Barber J., Iwata S. Architecture of the Photosynthetic Oxygen-Evolving Center // Science. 2004. V. 303. P. 1831-1838.
14.Jordan P., Fromme P., Witt H.T., Klukas W., Saneger W., Krauss N. Three-Dimensional Structure of Cyanobacterial Photosystem I at 2.5 Å Resolution // Nature. 2001. V. 411. P. 909-917.
15.Westermann M., Ernst A., Brass S., Boger P., Wehrmeyer W. Ultrastructure of Cell Wall and Photosynthetic Apparatus of the Phycobilisome-Less Synechocystis sp. Strain BO 8402 and Phycobilisome-Containing Derivative Strain BO 9201 // Arch. Microbiol. 1994. V. 162. P. 222-232.
16.Wolman F.-A. Ultrastructural Comparison of Cyanidium caldarium Wild Type and III-c Mutant Lacking Phycobilisomes // Plant Physiol. 1979. V. 63. P. 375-381.
17.Bald D., Kruip J., Rögner M. Supramolecular Architecture of Cyanobacterial Thylakoid Membranes: How Is the Phycobilisome Connected with the Photosystems? // Photosynth. Res. 1996. V. 49. P. 103-118.
18.Kouřil R., Arteni A.A., Lax J., Yeremenko N., D'Haene S., Rögner M., Matthijs H.C.P., Dekker J.P., Boekema E.J. Structure and Functional Role of Supercomplexes of IsiA and Photosystem I in Cyanobacterial Photosynthesis // FEBS Lett. 2005. V. 579. P. 3253-3257.
19.Егорова Е.А., Бухов Н.Г. Механизмы и функции альтернативных путей переноса электронов в хлоропласте, связанных с фотосистемой I // Физиология растений. 2006. Т. 53. С. 645-657.
20.Boichenko V.A. Action Spectra and Functional Antenna Sizes of Photosystems I and II in Relation to the Thylakoid Membrane Organization and Pigment Composition // Photosynth. Res. 1998. V. 581. P. 163-174.

ПОДПИСИ К РИСУНКАМ

Рис. 1. Спектры поглощения (1) и спектры действия ФС I (2) и ФС II (3) дикого типа цианобактерии Synechocystis sp. 6803 (а) и ее PAL-мутанта, лишенного ФБС (б).
Спектры нормированы в красном максимуме поглощения хлорофилла при длине волны 678 нм. Спектр действия ФС II дикого типа увеличен, чтобы продемонстрировать полосу при длине волны 675 нм, принадлежащую хлорофиллу и имеющую форму небольшого плеча. Каждый спектр действия является средним из трех(пяти измерений.

Рис. 2. Низкотемпературные (77 К) спектры флуоресценции цианобактерии Synechocystis sp. 6803 (1) и ее PAL-мутанта, лишенного ФБС (2).
Возбуждение излучения при длине волны 440 нм, в области преимущественного поглощения хлорофилла. Спектры нормированы в максимуме флуоресценции ФС I при длине волны 726 нм.

Рис. 3. Спектры флуоресценции цианобактерии Synechocystis sp. 6803 (а) и ее PAL-мутанта (б), измеренные при комнатной температуре (293 К).
Возбуждение излучения монохроматическим светом с длиной волны 580 нм, в области преимущественного поглощения ФБС. Спектры измерены для одних и тех же образцов до (1) и после (2) добавления 20 мкM диурона. Относительную интенсивность флуоресценции хлорофилла в образцах оценивали по амплитуде спектров при дине волны 685 нм.