УДК 581.1

ВЛИЯНИЕ НОКАУТА ГЕНА alpha-КАРБОАНГИДРАЗЫ 4 НА ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ Arabidopsis thaliana И НАКОПЛЕНИЕ КРАХМАЛА В ЛИСТЬЯХ

© 2015 г. Е. М. Журикова*, Л. К. Игнатова*, Г. А. Семенова**, Н. Н. Руденко*, 

В. А. Мудрик*, Б. Н. Иванов*

*Федеральное государственное бюджетное учреждение науки 

Институт фундаментальных проблем биологии РАН, Пущино

**Федеральное государственное бюджетное учреждение науки 

Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН, Пущино

Поступила в редакцию 03.12.2014 г.

Исследовали влияние нокаута гена, кодирующего -карбоангидразу 4 (-КА4), на рост и фотосинтез резуховидки Таля (Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., var. Columbia). Было найдено, что в мутантных растениях увеличен вес надземной части и повышено содержание крахмала в листьях. Электронная микроскопия выявила значительное увеличение количества и размера крахмальных зерен в хлоропластах мутантных растений. На основании сравнения измеренных в растении дикого типа и мутанте при насыщающей концентрации СО2 в воздухе и стационарном освещении параметров флуоресценции хлорофилла a листьев, коэффициента фотохимического тушения флуоресценции, эффективного квантового выхода ФС II и величины нефотохимического тушения флуоресценции, предположили, что -КА4 участвует в развитии нефотохимической диссипации энергии, обеспечивая ускорение поставки протонов для активации виолаксантиндеэпоксидазы и структурных перестроек в светособирающих комплексах.

------------------------------

Сокращения: ВДЭ  виолоксантидеэпоксидаза; ДТ  дикий тип; КА  карбоангидраза; Хл  хлорофилл.

Адрес для корреспонденции: Игнатова Людмила Казимировна. 142290 Московская обл., Пущино, ул. Институтская 2. Институт фундаментальных проблем биологии РАН. Факс: (0967) 33-05-32; электронная почта: lkign@rambler.ru

Ключевые слова: Arabidopsis thaliana – карбоангидраза – фотосинтез ‑ нефотохимическое тушение – крахмал

 

ВВЕДЕНИЕ

В то время как функции карбоангидраз (КА) в метаболизме водорослей и цианобактерий считаются выясненными в значительной степени [1], роль этих ферментов в метаболизме высших растений остается во многом непонятной [2]. Их участие в протекании биохимических реакций и в трансмембранном переносе предполагается, как правило, на основе действия ингибиторов [3], а также модельных экспериментов и логических построений, основанных на кажущейся необходимости ускорения подачи или отвода в том или ином процессе одного из продуктов катализируемой карбоангидразами реакции

CO2 + Н2О  H+ + HCO3–,

т.е. или бикарбоната, или протона, или углекислого газа. Недостаточность логического подхода именно в случае фотосинтеза проявилась, когда экспрессия стромальной КА (β-КА1), количество которой в клетке уступает только РБФК/О, была подавлена более, чем на 95%, но не произошло ожидаемого уменьшения скорости фиксации СО2 [4]. Последняя происходит там же в строме хлоропласта С3-растений и требует именно СО2, тогда как при рН 7.8 почти 97% неорганического углерода находится в форме бикарбоната, и роль КА стромы предполагалась как обеспечивающая быструю конверсию HCO3– в СО2. Данные геномики, свидетельствующие о том, что даже в небольшом геноме арабидопсиса имеется 19 генов, кодирующих КА [5], дают основание предполагать, что роль этих ферментов в метаболизме высших фотосинтезирующих растений не должна быть незначительной. Анализ тех изменений, которые происходят в организме или в конкретном процессе при нокауте гена какого-либо фермента, т.е. при полном отсутствии его экспрессии, особенно важен для выяснения роли этого фермента. При таком подходе показана роль β-КА1 в защите высших растений от стресса [6], и авторы предположили участие этой КА в поставке СО2 для биосинтеза жирных кислот, в частности жасмоновой, активирующей ряд генов защиты [7]. 

Цель нашей работы состояла в выявлении роли в процессе фотосинтеза -карбоангидразы 4 (α-КА4) (по номенклатуре, использованной в работе [5] и применяемой большинством авторов), которая с помощью масс-спектрометрического анализа была обнаружена среди белков тилакоидной мембраны [8, 9]. Расположение данного фермента в хлоропласте давало основание предполагать, что он может играть важную роль в метаболизме пластиды. В работе обнаружены различия некоторых морфологических характеристик и показателей, характеризующих фотосинтез, растений Arabidopsis thaliana (Columbia) дикого типа (ДТ) и двух линий мутантов с нокаутированным геном, кодирующим -КА4. Высказано предположение о роли, которую играет -КА4 в функционировании фотосинтетического аппарата растений.

 

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Растения Arabidopsis thaliana экотипа Columbia (ДТ) и растения, нокаутированные по гену At4g20990, кодирующему -КА4 (гомозиготные линии 9-12 и 8-8, полученные из линий SALK_117962 и SALK_024517C соответственно; семена были любезно предоставлены проф. J.V. Moroney, Louisiana State University, США), выращивали при 8-часовом освещении (150 мкмоль квантов/(м2 с)), температуре 19ºС и концентрации CO2 450 ppm. Эксперименты проводили через 6270 дней после посева семян. 

Экстракты РНК выделяли с помощью набора реагентов Aurum total RNA Mini Kit (“BioRad”, США) из листьев растений, предварительно замороженных в жидком азоте. Концентрацию РНК определяли спектрофотометрически при длине волны 260 нм, а затем проводили обратную транскрипцию с помощью набора реагентов iScript Reverse Transcription Supermix (“BioRad”). Полученная таким образом одноцепочечная кДНК и специфические праймеры к гену At4g20990, кодирующему α-КА4 (прямой 5′-TCCTCACCAAGCTACTAAATGGAATAAA-3′ и обратный 5′-TTGACGACAGTCCAAATGACGC-3′), были использованы при проведении количественной ПЦР (кПЦР) на приборе iQ5 BioRad с реактивами фирмы “Evrogen” (Россия). Анализ проводили в трех биологических повторностях. В качестве положительного контроля использовали праймеры к гену актина 7 At5g09810 (прямой 5′-GAAGGCTGGTTTTGCTGGTGAT-3′ и обратный 5′-CCATGTCATCCCAGTTACTTACAATACC-3′). 

Определение содержания крахмала проводили путем измерения оптической плотности при 620 нм водных экстрактов листьев после добавки KI [10]. Для электронной микроскопии кусочки листьев фиксировали в 2% глутаровом альдегиде в фосфатном буфере (рН 7.4) с постфиксацией в 1% четырехокиси осмия. Дальнейшие процедуры проводили, как описано ранее [11].

Измерения флуоресценции хлорофилла a (Хл a) неотделенных листьев проводили с помощью флуориметра Mini-PAM (“Walz”, Германия). Перед измерениями растения выдерживали 30 мин в темноте. Листья помещали в камеру-прищепку, где поддерживали требуемую концентрацию СО2. После включения низкоинтенсивного модулированного света регистрировали величину выхода флуоресценции F0, затем подавали импульс насыщающего света, после чего листья освещали белым светом лампы флуориметра (интенсивность 500 мкмоль квантов ФАР/(м2 с)). Измерения проводили в диапазоне длин волн 400700 нм с помощью LI-190SA Quantum Sensor. В конце периода освещения (57 мин до достижения стационарного уровня флуоресценции) вновь подавали импульс насыщающего света. При этом автоматически происходило вычисление (1) эффективного квантового выхода ФС II (Y), характеризующего поставку электронов от ФС II в ЭТЦ при стационарном освещении; (2) коэффициента фотохимического тушения флуоресценции Хл a (qP), показывающего долю открытых реакционных центров ФС II; (3) величины NPQ, нефотохимического тушения флуоресценции, отражающего “недопоставку” энергии возбуждения молекул пигментов реакционному центру [12]. Последняя выражает тушение ШтернаФольмера и рассматривается как прямо пропорциональное концентрации тушителя [13, 14]. 

Указанные показатели вычисляли по формулам: Y = (F′m  Fs)/Fm [15], qP = (F′m  Fs)/(F′m – F0) и NPQ = (Fm  F′m)/F′m, где Fm  максимальная величина выхода флуоресценции Хл a в адаптированных к темноте листьях в ответ на вспышку сильного света, Fs – выход флуоресценции при стационарном освещении, F′m – максимальная величина выхода флуоресценции в ответ на вспышку сильного света в условиях освещения.

 

РЕЗУЛЬТАТЫ

Уровень экспрессии гена At4g20990, кодирующего α-КА4, в листьях растений арабидопсиса относительно невелик. В сопоставимых единицах он ниже экспрессии гена At3g01500, кодирующего самую обильную КА растительной клетки (β-КА1) примерно на 2 порядка (Н.Н. Руденко, не опубликовано). Экспрессия гена At4g20990 в листьях растений 2025-дневного возраста, выращенных при концентрации СО2 в воздухе 750 ppm, была примерно в 3 раза выше, чем при 150 ppm (рис. 1), что свидетельствовало о том, что функционирование этой КА, находящейся в хлоропласте, действительно связано с процессом фотосинтеза, скорость которого выше при более высокой концентрации СО2 в воздухе во время вегетации [16]. Экспрессия этого гена возрастала и при увеличении освещенности растений (не показано), что можно рассматривать как подтверждение наличия такой связи.

Обе линии мутантных растений арабидопсиса, выращенные в одинаковых условиях с растениями ДТ, имели несколько больший размер листьев и, соответственно, бóльшую розетку (рис. 2а). Измерения веса надземной части растения показали, что в мутантных растениях он выше, чем в растениях ДТ в среднем на 10% (табл. 1). Ярким отличием мутантов от ДТ оказалось резко увеличенное содержание крахмала в листьях мутанта (табл. 1). На электронно-микроскопических фотографиях (рис. 2б) хорошо видно, что размеры крахмальных зерен в хлоропластах мутантов намного больше, чем в хлоропластах растений ДТ. Было замечено, что различие в содержании крахмала и в размерах зерен увеличивалось с увеличением возраста растений (не показано).

С помощью измерения флуоресценции Хл a были получены основные характеристики фотосинтеза растений ДТ и мутантов обеих линий. Данные для листьев растений этих линий были схожи. В табл. 2 приведены характеристики линии 9-12. При низкой концентрации СО2 (100 ppm) величины qP и Y в мутанте были ниже, чем в растении ДТ (табл. 2). Однако увеличение концентрации СО2 до 800 ppm, что в значительной степени нивелирует возможные различия в скорости диффузии СО2 в листе к центрам карбоксилирования, сильнее повышало qP и Y в мутанте: величины qP становились близки в ДТ и мутанте, а величина Y в мутанте даже оказывалась выше (достоверность различия ‑ более 95%). Можно было бы полагать, что более низкая величина Y в мутанте при низкой концентрации СО2 обусловлена отсутствием “помощи” со стороны -КА4 в поставке СО2 к центрам карбоксилирования, а большее относительное возрастание Y как раз и связано с тем, что при большой концентрации СО2 -КА4 не требуется. Но это не объясняет то, что при насыщающей концентрации СО2 Y в мутанте больше, чем в ДТ. Скорее всего, более низкий квантовый выход ФС II в мутанте при низкой концентрации СО2 обусловлен при использовавшихся в наших экспериментах кратковременных измерениях известным стерическим эффектом накопления крахмала, зерна которого затрудняют подачу СО2 в реакцию карбоксилирования, существенно увеличивая внутриклеточное сопротивление диффузии СО2 [17, 18], таким образом заметно уменьшая скорость фотосинтеза при лимитирующих концентрациях СО2. Измерения при насыщающих концентрациях СО2, т.е. в условиях, не ограничивающих поступление молекул этого газа к РБФК/О, позволяют выявить влияние мутации на процессы, происходящие непосредственно в ЭТЦ.

В отличие от qP и Y, величины которых характеризуют соотношение скоростей притока и оттока электронов от акцепторов ФС II, нефотохимическое тушение флуоресценции имеет прямое биохимическое объяснение, основанное на представлениях о процессах, его инициирующих. При использованных интенсивностях света и времени освещения, когда еще не развивается заметное фотоингибирование, основной вклад в нефотохимическое тушение вносит так называемое энергозависимое тушение, которое зависит от концентрации протонов в люмене тилакоидов. Эти протоны играют двоякую роль, вызывая конформационные изменения в светособирающей антенне, прежде всего за счет протонирования белка PsbS и ускоряя процесс деэпоксидации виолоксантина за счет активации виолоксантидеэпоксидазы (ВДЭ) [1921]. Величина NPQ показывает степень развития изменений, приводящих к диссипации энергии в тепло.

Высокие значения NPQ при 100 ppm СО2 (табл. 2), когда фотосинтез невелик вследствие ограниченной поставки акцептора, объясняются незначительным потреблением протонов при синтезе АТФ и, соответственно, их высокой концентрацией в люмене, а сходство величин NPQ в ДТ и мутанте, очевидно, отражает тот факт, что концентрация протонов в люмене достигает в таких условиях максимальной, близкой к насыщению. При переходе к 800 ppm СО2 и увеличении скорости функционирования цикла Кальвина, в котором АТФ теперь активно потребляется, количество протонов в люмене, способных стимулировать NPQ, уменьшается. При ограниченном количестве протонов NPQ в отсутствие -КА4 оказывается на 30% ниже, чем в растении ДТ. Более низкая величина NPQ является причиной более высокого квантового выхода ФС II в мутанте по сравнению с растением ДТ.

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Различие характеристик фотосинтеза растений Arabidopsis thaliana ДТ и мутантов с нокаутированным геном, кодирующим -КА4, позволили предположить роль этой КА в функционировании фотосинтетического аппарата. Как видно из табл. 2, при насыщающей концентрации СО2 коэффициент фотохимического тушения флуоресценции, равный доле открытых реакционных центров ФС II, одинаков в ДТ и мутантах. Поскольку эффективный квантовый выход Y, измеряемый в условиях стационарного освещения, равен произведению доли открытых реакционных центров ФС II на квантовый выход открытого центра [15], более низкая величина Y в ДТ (табл. 2) обусловлена более низким квантовым выходом каждого открытого центра в ДТ. Это понижение, как следует из более высокой величины NPQ в ДТ, чем в мутантах (табл. 2), обусловлено тем, что диссипация энергии в светособирающем комплексе ФС II в ДТ значительно выше. Таким образом, отсутствие -КА4 в мутантах приводит к увеличению подачи энергии к реакционным центрам ФС II и, соответственно, более высокой величине Y.

Нефотохимическое тушение флуоресценции Хл a листьев при использованных временах освещения, как уже отмечено, представляет собой в основном энергозависимое тушение. Это тушение обусловлено тепловой диссипацией энергии возбужденных молекул пигментов, и скорость диссипации зависит от степени структурных перестроек белка PsbS и количества молекул зеаксантина и антероксантина, образовавшихся при деэпоксидации виолоксантина с участием ВДЭ [21], активность которой в свою очередь зависит от ее протонирования со стороны люмена; максимум активности ВДЭ наблюдается при рН 5.0 [22, 23]. 

При 800 ppm СО2, т.е. в условиях, когда цикл Кальвина не ограничен поставкой СО2, требования к поставке АТФ максимальны, и протоны активно покидают люмен через канал АТФ-синтазы; концентрация протонов в люмене при этом снижается [24]. Известно, что, когда концентрация протонов в люмене велика, для увеличения диссипации энергии в пигментной матрице (что регистрируется как увеличение NPQ) требуется меньше зеаксантина, формирующегося в реакции, катализируемой ВДЭ. По данным Gilmore и Yamamoto [19] о зависимости величины NPQ от pH люмена и от суммы концентраций зеаксантина и антероксантина, одна и та же величина NPQ может наблюдаться при различном соотношении этих параметров: при неизменном pH люмена NPQ увеличивается линейно с увеличением продуктов деэпоксидации, а при данном уровне деэпоксидации NPQ увеличивается линейно с кислотностью люмена. Было найдено, что в фосфорилирующих условиях, когда pH люмена увеличивается, требуется более активное функционирование ВДЭ [14]. Отсутствие -КА4 привело к существенно более низкой величине NPQ в мутанте (табл. 2), и, следовательно, можно предположить, что эта КА участвует в активации NPQ, ускоряя протонирование необходимых для этого компонентов, т.е. PsbS и/или ВДЭ. Данное предположение согласуется с тем фактом, что в растениях ДТ, выращиваемых при повышенной концентрации СО2, наблюдается более высокий уровень экспрессии гена, кодирующего -КА4 (рис. 1). 

Физиологическое значение предполагаемой функции -КА4 может быть очень велико, учитывая, что развитие тепловой диссипации должно происходить достаточно быстро для предотвращения фотоингибирования, что особенно важно для таких растений, как арабидопсис, растущих под пологом леса и часто освещаемых внезапными световыми “пятнами”. Действительно, рост NPQ происходит в секундном диапазоне [25], и в листьях арабидопсиса его величина достигала 60% стационарного уровня через 15 с освещения [20].

В рамках высказанного предположения о роли -КА4 можно объяснить увеличение накопления крахмала в хлоропластах мутанта. Известно, что крахмал в листьях С3-растений накапливается в частности при высокой освещенности, когда высока скорость продукции АТФ. Скорость биосинтеза крахмала зависит от количества АТФ, продуцируемого в хлоропластах, поскольку АТФ потребляется не только в цикле Кальвина, но и при биосинтезе крахмала в реакции синтеза АДФ-глюкозы из глюкозо-1-фосфата. Показана также стимуляция активности ключевого фермента биосинтеза крахмала, АДФ-глюкозо-пирофосфорилазы, при возрастании продукции АТФ [26]. Замедление в отсутствие -КА использования люменных протонов для протонирования ВДЭ может привести к ускорению синтеза АТФ и, соответственно, к наблюдаемому накоплению крахмала в хлоропластах мутанта.

Авторы выражают признательность проф. J. V. Moroney за предоставление семян гомозиготных линий мутантных растений.

Работа была поддержана грантом Российского фонда фундаментальных исследований (№ 14-04-32323мол_а).

Список литературы

1.Moroney J.V., Ma Y., Frey W.D., Fusilier K.A., Pham T.T., Simms T.A., DiMario R.J., Jing J., Mukherjee B. The carbonic anhydrase isoforms of Chlamydomonas reinhardtii: intracellular location, expression, and physiological roles // Photosynth. Res. 2011. V. 109. P. 133–149.

2.Иванов Б.Н., Игнатова Л.К., Романова А.К. Разнообразие форм и функций карбоангидразы высших наземных растений // Физиология растений. 2007. Т. 54. С. 165–185.

3.Игнатова Л.К., Романова А.К. Участие карбоангидразы в ингибировании фотосинтеза протопластов гороха избытком СО2 // Физиология растений. 1992. Т. 39. С. 711‑717.

4.Price G.D., von Caemmerer S., Evans J.R., Yu J.W., Lloyd J., Oja V., Harrison K., Gallagher A. Specific reduction of chloroplast carbonic anhydrase activity by antisense RNA in transgenic tobacco plants has a minor effect on photosynthetic CO2 assimilation // Planta. 1994. V. 193. P. 331–340.

5.Fabre N., Reiter I.M, Becuwe-Linkan N., Genty B., Rumeau D. Characterization and expression analysis of genes encoding a and b carbonic anhydrases in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2007. V. 30. P. 617–629.

6.Restrepo S., Myers K.L., del Pozo O., Martin G.B., Hart A.L., Buell C.R., Fry W.E., Smart C.D. Gene profiling of a compatible interaction between Phytophthora infestans and Solanum tuberosum suggests role for carbonic anhydrase // Mol. PlantMicrobe Interact. 2005. V. 18. P. 913‑922.

7.Hoang C.V., Chapman K.D. Biochemical and molecular inhibition of plastidial carbonic anhydrase reduces the incorporation of acetate into lipids in cotton embryos and tobacco cell suspensions and leaves // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 1417‑1427.

8.Friso G., Giacomelli L., Ytterberg A.J., Peltier J.-B., Rudella A., Sun Q., van Wijka K.J. In-depth analysis of the thylakoid membrane proteome of Arabidopsis thaliana chloroplasts: new proteins, new functions, and a plastid proteome database // Plant Cell. 2004. V. 16. P. 478–499.

9.Sun Q., Zybailov B., Majeran W., Friso G., Olinares P.D., van Wijk K.J. PPDB, the plant proteomics database at cornell // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. P. D969‑D974.

10.Kaplan F., Zhao W., Richards J. T. , Wheeler R. M., Guy C. L., Levine L. H. Transcriptional and metabolic insights into the differential physiological responses of Arabidopsis to optimal and supraoptimal atmospheric CO2 // PLOS One. 2012. V. 7: e43583.

11.Семенова Г.А., Романова А.К. “Кристаллы” в листьях сахарной свеклы Beta vulgaris L. // Цитология. 2011. Т. 53. С. 90‑97.

12.Kramer D.M., Avenson T.J., Kanazawa A., Cruz J.A., Ivanov B., Edwards G.E. The relationship between photosynthetic electron transfer and its regulation // Advances in Photosynthesis and Respiration. V. 19. Chlorophyll a Fluorescence: A Signature of Photosynthesis / Eds. Papageorgiou G., Govindjee. Springer, 2005. P. 251‑278.

13.Gilmore A.M., Yamamoto H.Y. Zeaxanthin formation and energy-dependent fluorescence quenching in pea chloroplasts under artificially mediated linear and cyclic electron transport // Plant Physiol. 1991. V. 96. P. 635‑643.

14.Ivanov B.N., Edwards G.E. Influence of ascorbate and the Mehler peroxidase reaction on non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence in maize mesophyll chloroplasts // Planta. 2000. V. 210. P. 765‑774.

15.Genty B., Briantais J.-M., Baker N.R. The Relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 990. P. 87‑92.

16.Мудрик В.А., Романова А.К., Иванов Б.Н., Новичкова Н.С., Полякова В.А. Рост, фотосинтез и биохимический состав Pisum sativum при повышенной концентрации СО2 в воздухе // Физиология растений. 1997. Т. 44. С. 165‑171.

17.Nafziger E., Koller H.R. Influence of leaf starch concentration on CO2 assimilation in soybean // Plant Physiol. 1976. V. 57. P. 560–563.

18.Deluka E., Sasek T., Strain B. Photosynthetic inhibition after long-term exposure to elevated levels of atmospheric dioxide // Photosynth. Res. 1985. V. 7. P. 175‑184.

19.Gilmore A.M., Yamamoto H.Y. Linear models relating xanthophylls and lumen acidity to non-photochemical fluorescence quenching: evidence that antheraxanthin explains zeaxanthin-independent quenching // Photosynth Res. 1992. V. 35. P. 67‑78.

20.Crouchman S., Ruban F., Horton P. PsbS enhances nonphotochemical fluorescence quenching in the absence of zeaxantin // FEBS Lett. 2006. V. 580. P. 2053–2058.

21.Johnson M.P., Goral T.K., Duffy Ch.D.P., Brain A.P.R., Mullineaux C.W., Ruban A.V. Photoprotective energy dissipation involves the reorganization of photosystem II light-harvesting complexes in the grana membranes of spinach chloroplasts // Plant Cell. 2011. V. 23. P. 1468–1479.

22.Hager A. Lichtbedingte pH-Erniedrigung in einem Chloroplasten-Kompartiment als Ursache der enzymatischen ViolaxanthinZeaxanthin-Umwandlung; Beziehungen zur Photophosphorylierung // Planta. 1969. V. 89. P. 224‑243.

23.Yamamoto H.Y., Higashi R.M. Violaxanthin de­epoxidase; lipid composition and substrate specificity // Arch. Biochem. Biophys. 1978. V. 190. P. 514‑522.

24.Тихонов А.Н. Энергетическая и регуляторная роль протонного потенциала в хлоропластах // Биохимия. 2012. Т. 77. С. 1155–1176.

25.Кувыкин И.В., Вершубский А.В., Птушенко В.В., Тихонов А.Н. Кислород как альтернативный акцептор электрона в фотосинтетической цепи электронного транспорта С3-растений // Биохимия. 2008. Т. 73. С. 1329–1344.

26.Loef I., Stitt M., Geigenberger P. Increased levels of adenine nucleotides modify the interaction between starch synthesis and respiration when adenine is supplied to discs from growing potato tubers // Planta. 2001. V. 212. P. 782‑791.

 

ПОДПИСИ К РИСУНКАМ

 

Рис. 1. Влияние концентрации СО2 в воздухе при выращивании растений на уровень экспрессии гена At4g20990, кодирующего -КА4. 

 

Рис. 2. Внешний вид и электронные фотографии клеток мезофилла листьев растений A. thaliana (var. Columbia, ДТ). 

На (а): А – дикий тип; Б и В – соответственно, линии 9-12 и 8-8 мутантных растений, нокаутированных по гену At4g20990, кодирующему α-КА4; на (б): ДТ  дикий тип; М  растения, нокаутированные по гену At4g20990, линия 8-8. КЗ  крахмальные зерна; масштабная линейка = 1 мкм.