УДК 581.1

НИТРАТНЫЙ СИГНАЛИНГ В РАСТЕНИЯХ.

ВВЕДЕНИЕ В ПРОБЛЕМУ

© 2018 г. С. Ф. Измайлов*, А. В. Никитин, В. А. Родионов

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН, Москва

Поступил в редакцию 26.07.2017 г.

В обзоре рассматриваются вопросы экологии почвенных фондов нитрата как эволюционной основы возникновения и проявления его свойств в качестве сигнального агента в растениях. Дается историография и современное состояние проблемы сигналинга применительно к процессам сенсинга, поглощения, транспорта и запасания нитрата, а также регуляции азотного, углеродного и вторичного обмена.

 

Ключевые слова: экология нитрата – нитратный сигналинг – сенсоры и транспортеры нитрата – регуляция азотного и углеродного обмена

 

_______________________

Сокращения: ГС – глутаминсинтетаза; ГТС – глутаматсинтаза; КИ – кислая инвертаза;

НИР – нитритредуктаза; НР – нитратредуктаза; СС – сахарозосинтаза; ЩИ – щелочная инвертаза.

*Адрес для корреспонденции: Измайлов Станислав Федорович. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН. Электронная почта: sf.izmailov@list.ru

 

Введение

Первые фундаментальные исследования по изучению роли нитрата как основного источника азотного питания растений, проведенные Ж.Б. Буссенго и его последователями, относятся к середине ХIХ века. В результате была доказана широкая распространенность в природе нитрификации – процесса образования нитрата в почве из аммонийных форм азота, накапливающихся при разложении растительных остатков и органических соединений.

Последующие разработки конца ХIХ – начала ХХ века, связанные с именами С.П. Костычева, Э. Шульце, Д.Н. Прянишникова, О. Варбурга и др., выявили возможность восстановления в растении нитрата до аммиака и затем синтеза многообразных азотистых соединений, в том числе аминокислот и белка. Начиная с середины ХХ века, в практике биохимии и физиологии растений появлялись принципиально новые методы исследования (хроматография, изотопы, спектроскопия и др.). Благодаря им были обнаружены не только конкретные пути превращения минерального азота в органическую форму, но и взаимодействия азотного и углеродного обмена [1–3]. Наступил этап синтеза представлений о структурно-функциональной организации и интеграции метаболических и транспортных процессов, обеспечивающих физиологическую целостность растительного организма в процессе усвоения минерального азота [4].

На фоне интенсивных работ по изучению путей и ферментативных механизмов усвоения азота растением во второй половине ХХ столетия формируются новые взгляды, согласно которым нитрат и продукты его превращения являются не только субстратами разнообразных реакций азотного обмена, но и регуляторами процессов, прямо не связанных с усвоением азота. Спектр такого действия, как выяснилось к концу прошлого века, неожиданно оказался довольно широким. Становилась все более очевидной значимость нитрата и его некоторых метаболических дериватов как “гормоноподобных” соединений, способных регулировать экспрессию более 1000 генов [5], определяя в итоге особенности морфогенеза и продукционного процесса у растений. Роль нитрата как важнейшего сигнального агента проявляется на этапах его сенсинга, поглощения, транспорта, запасания впрок в различных клетках, тканях и органах растений, а также регуляции общего метаболизма. Освещение и анализ этих проблем является целью настоящего обзора.

ЭКОЛОГИЯ НИТРАТНОГО ПУЛА В ПОЧВАХ

Согласно современным представлениям, жизнь на Земле в клеточной форме сформировалась в эпоху, когда доступный для нее азот был представлен преимущественно аммонием и не являлся субстратом, лимитирующим рост первичных микроорганизмов. Среди первых организмов были, по-видимому, нитрификаторы, окисляющие аммиак до нитрата, и фотосинтезирующие цианобактерии, продуцирующие необходимый для этого кислород [6]. Они и создавали основу для дальнейшего заселения и развития более разнообразной микрофлоры. Возникающий в таких условиях нитрат в начально низкой концентрации мог выполнять в живых организмах не столько субстратную, сколько сигнальную регуляторную роль. По иронии судьбы, в природе имела место последовательность событий, прямо противоположная истории их изучения.

Эволюция жизни на Земле приводила к возникновению новых процессов, регулирующих баланс нитрата в окружающей среде. Тем не менее, колебания его содержания, сопровождающиеся перепадами концентраций от 10 мкМ до 100 мМ [7], стали основополагающими для самых разнообразных современных ландшафтов. Рассмотрим это положение на ряде конкретных примеров, что будет важно для понимания эволюционных предпосылок нитратного сигналинга.

В условиях разнородных ландшафтов для сезонного цикла почвенного фонда нитрата характерно максимальное его содержание в начале вегетации с последующим спадом [8–10]. Конкретные причины такой динамики различны. Для пустынь и полупустынь характерно увеличение подвижности уже имевшегося нитрата вследствие увлажнения почвы дождями [11]. В сезонно-мерзлых условиях тундр, лесов умеренной зоны и альпийских лугов аналогичную роль играет снеготаяние [12, 13]. В случае поймы основополагающим является прекращение затопления [14]. Чаще всего абиотические факторы, определяющие сезонную динамику нитрата в среде, влияют на нитрификацию, денитрификацию и поглощение его растениями.

В последнее десятилетие применение молекулярно-биологических подходов с использованием маркерных генов монооксигеназы аммония amoA и редуктазы закиси азота nosZ позволило выявить четкую зависимость интенсивности нитрификации в почве от влагообеспеченности при оптимуме 60% и температуры – 20–30ºС [15–18]. Примечательно, что эти условия оказались наилучшими не только для нитрифицирующих микроорганизмов, но и многих видов растений. Напротив, неблагоприятное для последних затопление [17, 19] или температура более 30ºС [18] блокирует наработку нитрата и увеличивает потери вследствие денитрификации. Адаптивной реакцией растений на такого рода концентрационные колебания явилась их способность использовать максимальный уровень нитрата как триггер, запускающий сезонную вегетацию при наступлении всего комплекса оптимальных условий.

Наряду с сезонной имеет место и многолетняя динамика почвенного нитратного пула, связанная с естественной сменой растительных сообществ. Большинство природных нарушений, таких как атаки насекомых, ветровалы и пожары, после которых начинается интенсивный рост пионерных видов растений, сопровождаются резким увеличением содержания нитрата [20–22]. В ходе дальнейшей сукцессии его величина постепенно снижается. Налицо тот же принцип, что и в случае сезонного цикла: нитрат является маркером условий, оптимальных для старта интенсивной вегетации. Растения первичных сообществ в условиях высокой нитратообеспеченности могут реализовывать максимальный продукционный потенциал. Однако виды коренных ненарушенных сообществ не являются нитрофилами. Присущая им способность аллелопатически угнетать нитрификацию [23] может рассматриваться как своеобразный способ вытеснения требовательных к уровню нитрата пионерных растений исключительно в местообитания с нарушенным растительным покровом. Скорее всего, оптимальные для запуска роста концентрации нитрата в случае видов коренных сообществ меньше, чем первичных.

В соответствии с величиной подвижного почвенного нитратного фонда растения обнаруживают принципиально разные адаптивные реакции. Для пионерного вида, арабидопсиса Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., при концентрациях нитрата порядка 5–20 мМ характерны такие эффекты, как прорастание семян и ветвление корней [24, 25]. В результате интенсифицируется перехват указанного источника азота в конкурентной борьбе за него с другими растениями и микроорганизмами, а также в условиях потерь вследствие вымывания. Напротив, низкие концентрации нитрата (0.1–1.0 мМ) запускают его поиск растущими, но минимально ветвящимися корнями [25], что по своей биологической роли аналогично реакции этиоляции в ответ на дефицит света. В случае видов коренных сообществ можно ожидать сохранения той же закономерности, но при иных диапазонах концентраций.

Таким образом, высокая степень вариабельности фондов нитрата в разных типах почв неизбежно, в той или иной степени, приводит к дефициту указанного источника азота. Растения, в отличие от животных, лишены средств передвижения и вынуждены адаптироваться к этим условиям. Их выбор состоял в развитии способности к максимальному усвоению азота для обеспечения роста и развития в быстро меняющихся условиях. Следовательно, растения должны обладать утонченной адаптацией сенсорных, поглощающих и транспортных систем. Именно это обстоятельство способствует проявлению роли нитрата как стимула, запускающего сезонную вегетацию и оказывающего последующие морфогенетические эффекты.

СЕНСИНГ И ТРАНСПОРТ НИТРАТА

После периода 1960–1980-х гг., когда осуществлялся экспериментальный поиск пермеаз нитрата в растениях, где предполагалась и транспортная роль нитратредуктазы [26], за последние 10–15 лет были получены важные результаты по идентификации и функциональной характеристике нитратных транспортеров и каналов. Пять генетических семейств: нитратные транспортеры высокого – NRT1/NPF/PTR и низкого – NRT2 сродства, хлоридные – CLC и медленные анионные – SLAC/SLAH каналы, а также представители семейства активируемых алюминием транспортеров малата – ALMT, локализованные в мембранах, обеспечивают поглощение и распределение нитрата в растениях [27, 28]. Есть основание предполагать, что многие представители упомянутых семейств могут быть причастны к процессам сенсинга. Известные в настоящее время сенсоры нитрата были выявлены, в основном, у арабидопсиса как объекта с расшифрованным геномом. Для идентификации и определения функциональной характеристики всего их набора предстоит еще пройти длительный экспериментальный путь.

Можно с определенной степенью достоверности говорить о наличии сенсорной функции у ряда NRT-транспортеров, которые, за исключением NRT2.7, локализованы на плазмалемме [28]. Об особенностях их органной и тканевой локализации в растениях можно судить из схемы, представленной на рисунке 1. Как видно, NRT1.1 находится в различных органах растений, что позволяет предположить разнообразие выполняемых им функций [24, 29, 30]. Первой из них еще в 1990-х годах была выявлена транспортная. Причем, NRT1.1 отличался низким сродством к субстрату, имея Км 4 мМ [31]. Однако более поздние исследования показали, что сродство NRT1.1 к субстрату может меняться и при малой концентрации нитрата (0.25 мМ) Км составляет величину порядка 0.05 мМ [32].

Сродство NRT1.1 к субстрату регулируется автофосфорилированием, так как в его молекуле присутствуют несколько центров связывания нитрата и при концентрации порядка 0.2 мМ они заняты только частично, что запускает фосфорилирование транспортера по Thr101 киназой CIPK23 [33]. При концентрации 1–10 мМ центры полностью насыщены, что блокирует возможность такой посттрансляционной модификации. В результате в первом случае NRT1.1 приобретает высокое сродство к субстрату, а во втором – низкое.

NRT1.1 не только участвует в поглощении нитрата ризодермой и его ближнем транспорте через кору и эндодерму корня, но и способен выполнять ту же функцию в зачатках корней, листьев, цветков [29]. Во всех указанных органах, как и в корневом эпидермисе, в соответствии с локальной концентрацией нитрата регулируется сродство NRT1.1 к нему.

Как оказалось, автофосфорилирование NRT1.1 является первичным актом сенсинга уровня нитрата в среде, инициирующим различные адаптивные реакции растения [33]. Среди них – индукция других, специализированных для разных диапазонов концентраций нитрата, транспортеров, а также запуск роста и ветвления корней. Кроме того, как выяснилось, у мутантов nrt1.1 были нарушены процессы, не связанные непосредственно с азотным питанием, например, прорастание семян, рост побегов и цветение [24, 29]. В соответствии с этим экспрессия NRT1.1 в зачатках вегетативных и генеративных органов была существенно выше, чем в ризодерме и коре корня [29, 34]. Все это свидетельствует о том, что среди функций указанного транспортера ‒ и сенсинг нитрата, необходимый для нормального морфогенеза.

Принципиально важным является вопрос, насколько сенсорная функция NRT1.1 сопряжена с транспортной. Имеются сведения, что первая активность напрямую не связана со второй. В частности, точечная мутация Т101А, предотвращающая фосфорилирование остатка Thr101 в молекуле NRT1.1 в корнях арабидопсиса, не подавляла поглощение и транспорт нитрата, но снимала его действие на структуру корневой системы или индукцию другого транспортера – NRT2.1 [35, 36].

В настоящее время ведется расшифровка сигнальных каскадов, которые можно инициировать при сенсинге различных доз нитрата, осуществляемом NRT1.1. Высокая концентрация иона (5 мМ) вызывала в корнях арабидопсиса активацию фосфолипазы С и далее, за счет накопления инозиттрифосфата – кальциевых каналов [37]. Но у мутантов nrt1.1 этот путь сигнальной трансдукции не функционировал. Следовательно, результаты опытов позволяют заключить, что в данном случае NRT1.1, скорее всего, выполнял роль ключевого сенсора.

Оптимальному проявлению поглотительной функции корневой системы способствует то обстоятельство, что NRT1.1 может транспортировать не только нитрат, но и ИУК. Перенос обоих указанных субстратов находится в сопряжении. Так, при низких концентрациях нитрата порядка 0.25–0.5 мМ NRT1.1, приобретая высокое сродство к указанному источнику азота, также активно экспортирует ауксин из клеток корневых примордиев. Это тормозит рост боковых корней и далее ветвление корневой системы [25, 33]. В таких условиях происходит интенсивный рост главного корня, осуществляющего поиск участков почвы, обогащенных азотом. Напротив, 1–10 мМ нитрат уменьшает активность NRT1.1 в отношении экспорта ИУК, накапливающейся в зачатках боковых корней [25, 33]. В результате усиливается ветвление корневой системы и индукция ауксином самого NRT1.1 [34]. Она способствует сенсингу и поглощению нитрата при его оптимальном уровне в среде.

В этом отношении представляет интерес отсутствие фактов непосредственного участия нитратных транспортеров в регуляции потока цитокининов, хотя данные по стимуляции их биосинтеза нитратом хорошо известны. Возможное объяснение такого рода специфики состоит в том, что локальное дополнительное накопление цитокининов в примордиях в отличие от ауксинов подавляло бы рост корней, уменьшая их суммарную поглощающую поверхность.

Значимость NRT1.1 как транспортера и сенсора нитрата также сочетается в замыкающих клетках устьиц [38]. Первая функция проявляется в импорте в них иона. Однако этот процесс необходим не столько для обеспечения азотом замыкающих клеток, сколько для увеличения их тургора при раскрытии устьичной щели. Сам нитрат активирует NRT1.1 при концентрации в апопласте более 1 мМ, что можно рассматривать как своеобразный пример сигналинга, стимулирующего транспирацию.

Кроме NRT1.1, сенсорами нитрата являются и другие транспортеры. В первую очередь, к ним относится NRT2.1, локализованный в ризодерме и коре корня. В пользу наличия у него не только поглотительной, но и сенсорной функции свидетельствует интенсивное ветвление корней мутантов арабидопсиса nrt2.1-4 при низкой концентрации нитрата (0.1 мМ), имеющее место у растений дикого типа лишь в диапазоне 1–10 мМ [39]. Кроме того, показана индукция NRT2.1 при высоких концентрациях иона (5–25 мМ), когда его поглощение в основном осуществляют транспортеры низкого сродства, в первую очередь, NRT1.1 [36].

В настоящее время получены первые результаты, имеющие отношение к компонентам связанного с NRT2.1 сигнального каскада. В частности, выявлена роль другого белка – NAR2.1, необходимого для связывания NRT2.1 с плазмалеммой, на которой и происходят сенсинг и транспорт нитрата. У мутантов atnar2.1-1 при низкой концентрации нитрата можно было наблюдать интенсивное ветвление корней в сочетании с нарушением поглотительной функции NRT2.1 [40]. Пока не известно, относится ли NAR2.1 к нитратиндуцибельным белкам или он только участвует в регуляции поглощения и сенсинга нитрата иными факторами.

Близкими по функциям к NRT1.1 и NRT2.1 в процессах поглощения и сенсинга нитрата являются следующие транспортеры: NRT1.2 с низким сродством к субстрату и NRT2.2 – с высоким (Км порядка 6 и 0.014 мМ, соответственно) [41, 42]. У соответствующих мутантов поглощение нитрата снижалось на 20–30%.

Сенсорная функция выявлена также у транспортера NPF6.8, локализованного в корнях люцерны Medicago truncatula Gaertn. Это подтверждается тем, что у мутантов npf6.8 не происходили характерное для растений дикого типа подавление нитратом роста главного корня и индукция генов нитратредуктазы – NR1 и NR2 [43]. В отличие от вышеописанных примеров сенсинга, в данном случае действие иона было одинаковым в диапазоне концентраций 0.25–10 мМ. Реализация опосредованных NPF6.8 эффектов связана с транспортом АБК из корней в побеги.

В процессе эволюции у растений появились транспортеры нитрата, функционирующие не только при оптимальных (1–10 мМ) и умеренно низких (0.2–0.5 мМ) концентрациях, но и в условиях более выраженного дефицита. Среди них NRT2.4, локализованный в эпидермисе корней и флоэме побегов и осуществляющий поглощение и дальний транспорт нитрата в минимальных концентрациях (0.01–0.05 мМ). Именно поэтому 10 мМ ион репрессирует кодирующий NRT2.4 ген [44]. Вопрос наличия у NRT2.4 сенсорной функции остается открытым.

Ряд транспортеров участвует в межорганном распределении нитрата, определяя его локальную концентрацию и вследствие этого специфику сигнального действия. В частности, баланс транспортных активностей NRT1.5 в перицикле и NRT1.8 в паренхиме ксилемы корня регулирует долю нитрата, поступившего в пасоку и транспортируемого в побеги. Засоление, засуха и тяжелые металлы, репрессирующие NRT1.5 и индуцирующие NRT1.8, вызывают депонирование нитрата в корневой системе и связанное с этим торможение роста надземной части [45, 46]. Сходные результаты были получены на мутантах nrt1.5, тогда как у nrt1.8, напротив, наблюдался усиленный отток нитрата в интенсивно растущие побеги [45, 47]. Другой транспортер, NRT1.4 с низким сродством к нитрату, локализуется в черешке листа, где обеспечивает накопление иона и далее регулирует величину его экспорта в мезофилл. Поэтому у мутантов nrt1.4 содержание нитрата понижено в черешке и повышено в листовой пластинке. Как следствие, поверхность листьев у растений мутантного типа больше [48].

Проблема регуляции депонирования нитрата в вакуоли и экспорта из нее в цитозоль все еще находится в стадии экспериментальной разработки. За исключением NRT2.7, [49], не известно ни одного транспортера, непосредственно участвующего в загрузке нитрата в вакуоль. Основная роль в этом процессе принадлежит Н+/NO3--антипорту через тонопласт с участием хлоридных каналов, в первую очередь CLCa [50]. Другой канал, CLCb, функционирует на тонопласте в клетках молодых корней, гипокотиля и семядолей арабидопсиса [51]. Как показали последние исследования, у арабидопсиса в экспорте нитрата из вакуолей клеток перицикла и ксилемной паренхимы в цитозоль участвуют транспортеры низкого сродства NPF5.11, NPF5.12 и NPF5.16 [52].

В последнее десятилетие обнаружен флоэмный ток нитрата, значение которого недооценивалось в предшествующие годы. Он необходим для реутилизации нитрата в побегах. Соответствующие транспортеры выявлены в жилках сформированных листьев. ЭтоNRT1.7 – с низким и NRT2.5 – с высоким сродством к нитрату. С ними связано поддержание роста побегов при азотном голодании [53, 54]. Напротив, NRT1.11 и NRT1.12, имеющие ту же локализацию, функционируют, прежде всего, при оптимальном уровне нитрата (1–5 мМ) в корнеобитаемой среде [55].

Выявлены транспортеры NRT1.6 и NRT2.7, необходимые для поступления нитрата в семязачатки и его запасания в зародышах, соответственно. Первый из них локализован в проводящих пучках плода и семяножки, второй – на тонопласте зародышевых клеток [49, 56]. У мутантов nrt1.6 блокировалось развитие семян, а у мутантов atnrt2.7 снижалась всхожесть. Следовательно, нитрат в качестве сигнального агента необходим для формирования генеративных органов, несмотря на их обеспеченность аминокислотами и амидами как основными субстратами азотного обмена. В качестве примера можно привести уменьшение глубины покоя семян при накоплении в них еще на материнском растении высокого уровня нитрата, что опосредовано сенсорной ролью вышеупомянутого NRT1.1 и, возможно, других транспортеров [24].

Медленный анионный канал SLAH3 с низким сродством к субстрату (Kм 8.3 мМ) обеспечивает выход нитрата из замыкающих клеток устьиц и далее закрытие устьичной щели. Нитрат в концентрациях 20–100 мМ активирует SLAH3, подавляя транспирацию [57]. Такого рода эффект можно рассматривать как сигнальный, состоящий в запуске преадаптации растения к водному дефициту. Активация канала определяется его фосфорилированием зависимыми от кальция киназами CPK2/CPK20 [58].

Помимо участия в регуляции устьичных движений SLAH3 выполняет и иные функции. В частности, в корнях арабидопсиса он осуществляет выделение нитрата [59]. Показано, что оно необходимо при исключительно аммонийном питании и связанном с ним подкислении среды. Конкретный механизм такой адаптации остается неизвестным.

Необходимость SLAH3 для поддержания роста пыльцевой трубки [58] позволяет предполагать, что активация указанного канала нитратом способна стимулировать и прорастание мужского гаметофита. Если это так, то морфогенный эффект нитрата реализуется не только в раннем онтогенезе, при вегетативном росте, цветении и созревании семян, но и при опылении, охватывая весь жизненный цикл растения.

Кроме SLAH3, обнаружены другие каналы SLAH-семейства, способные к транспорту нитрата. Например, SLAH2 из корней арабидопсиса не пропускает альтернативный анион – хлорид, что позволяет рассматривать его как высокоселективный нитратный канал [60]. Наконец, отметим, что представитель семейства активируемых алюминием транспортеров малата, ALMT12, подобно SLAH3, является не только хлоридным, но и нитратным каналом, также регулирующим замыкание устьиц [27].

Таким образом, с периода выдвинутых в 1970–1980 гг. предположений о существовании различных гипотетических переносчиков нитрата в последующие годы были получены принципиально важные результаты по выявлению и функциональной характеристике конкретных белков, обеспечивающих его сенсинг, поглощение и распределение в растении. Надо полагать, что их открытие и дальнейшее изучение будет способствовать разработке новых подходов по оптимизации азотного питания культур на основе понимания дифференцированного участия обнаруженных транспортеров в сенсинге, поглощении разных доз нитрата и его органно-тканевом распределении с целью получения полноценного и экологически безопасного урожая.

СИГНАЛИНГ АЗОТНОГО ОБМЕНА

Со времени открытия в 1920 году С.П. Костычевым на грибах и О. Варбургом на хлорелле факта восстановления нитрата с образованием аммиака долгое время оставался открытым вопрос, является ли нитрат только исходным субстратом для азотного обмена, или же он может выполнять и информационно-регулирующую роль, активируя или ингибируя многообразные процессы метаболизма.

Экспериментально частичные ответы на этот принципиальный вопрос были получены в 1950–1960 гг., когда термин “signal transduction” еще не вошел в биохимическую литературу, но стало очевидным, что нитрат способен индуцировать активность нитратредуктазы (НР), вызывая ее синтез de novo [61, 62]. Последующие исследования, проведенные в 1970–1990 гг. с применением ингибиторов трансляции и транскрипции, методов иммунохимии и изотопов, а также клонирования генов, подтвердили правильность сделанного ранее вывода об индукции НР, происходящей независимо от синтеза каких-либо других белков [63–66].

Начиная с 2000-х годов, когда уже имелся расшифрованный геном арабидопсиса и других растений, применение ДНК-микрочипов позволило идентифицировать часть генов, экспрессия которых регулировалась нитратом. Как отражено на рисунке 2, среди них были гены, кодирующие ключевые ферменты азотного метаболизма – нитритредуктазу (НИР), глутаминсинтетазу (ГС), глутаматсинтазу (ГТС) [66, 67]. Эффект нитрата в широком диапазоне концентраций был одинаковым по величине, что свидетельствует в пользу его сигнальной природы. Так, в корнях кукурузы величина пула мРНК НР не изменялась при действии 1–10 мМ нитрата, а ГС – 0.01–10 мМ [68]. Уровень транскрипта ГТС, сходный в диапазоне концентраций нитрата 0.01–1 мМ, дополнительно возрастал при 10 мМ. Разнородный характер концентрационных зависимостей при индукции стартовых ферментов азотного обмена свидетельствует в первую очередь о различии участвующих в реализации эффекта сенсоров нитрата.

В дальнейшем для дифференциации сигнального и субстратного действия нитрата были апробированы и иные подходы. В частности, использование дефицитной по нитратредуктазе линии табака Nicotiana tabacum L. (трансформанты Nia30(145)) позволило обнаружить индукцию нитратом в концентрации 12 мМ таких ферментов, как НР, НИР, цитозольная ГС, ГТС, при минимизации его использования как источника азота [69]. Реализация эффекта достигалась за 2–4 ч.

Другим подходом стал анализ более быстрых транскриптомных ответов на нитрат. У арабидопсиса показана индукция 250 мкМ нитратом НР, НИР, ГС, ГТС в течение 20 мин [5]. Как следствие, происходила интенсификация нитратвосстановительной функции и ассимиляции образующегося аммония. Кроме того, нитрат индуцировали и ряд вспомогательных белков, обеспечивающих азотный метаболизм восстановительными эквивалентами – ферредоксин и НАДФ-зависимую ферредоксинредуктазу. Другой мишенью позитивного нитратного сигналинга была уропорфирин-III-метилтрансфераза, ключевой фермент биосинтеза порфиринов, необходимых для функционирования митохондриальной цепи транспорта электронов.

В тот же период с использованием ингибиторов протеинкиназ и протеинфосфатаз, а также антагонистов кальция было показано, что в регуляции нитратом стартовых ферментов азотного обмена задействованы общие звенья механизма сигнальной трансдукции. У кукурузы индукция НР, НИР, ГС и ГТС осуществлялась с участием кальция и активации им киназ [70]. Это хорошо согласуется с выявленными в последние годы механизмами взаимодействия нитратного и кальциевого сигналов [37].

В итоге, круг вопросов, относящихся к множественной регуляции нитратом ферментов азотного обмена, постепенно стал вырисовываться. Однако возникли другие, не менее сложные для экспериментального разрешения, проблемы. Среди них: являются ли ближайшие и дальние продукты обмена нитрата, в свою очередь, сигнальными агентами регуляции метаболизма; как сопряжены их механизмы действия с таковыми у нитрата; к каким интегральным изменениям это может приводить в процессах роста и развития растений. Эта задача предстоящих масштабных исследований уже находит свое решение на ряде примеров.

Как показали Wang с соавт. [71], нитрит так же быстро, как и нитрат, увеличивал уровень различных мРНК в корнях арабидопсиса, предварительно росшего без азота. Индукция проявлялась уже при концентрации нитрита в 100 мкМ. Причем в ответ на нитрит, как показал транскриптомный анализ, был вовлечен целый ряд общих с действием нитрата генов, например, НР и НИР. Экспериментальное разделение сигнальных эффектов обоих ионов имеет место в опытах с применением дефицитных по нитратредуктазе мутантов или ингибиторов указанного фермента.

С конца 1990-х годов прошлого века стал стремительно нарастать поток исследований, посвященных регуляторной роли в растениях монооксида азота (NO) ‒ продукта метаболизации множественных субстратов. Одними из них являются нитрат и нитрит. Как выяснилось, NO выполняет важную роль в регуляции различных физиологических процессов, в том числе адаптации растений к биотическим и абиотическим стрессам [72].

Выявлена положительная корреляция между гамма-аминомасляной кислотой (ГАМК) во флоэмном экссудате рапса Brassica napus L. и поглощения нитрата с участием транспортера BnNRT2 у кратко- и долгосрочно голодающих по азоту растений. Оказалось, что ГАМК регулирует поглощение нитрата, предварительно поступая в корни из листьев за счет дальнего транспорта. Напротив, глутамин, глутамат и аспарагин значительно снижали и экспрессию мРНК транспортера, и поглощение нитрата [73]. Хорошо изученная сигнальная роль глутамата в животных тканях находит все большую аналогию применительно к растениям. Ее участие в комбинированном сигнальном действии на азотный и углеродный обмен, обусловливающее C/N-баланс в растении, дополняется существованием глутамат-активируемых ионных каналов в растениях [74].

Все изложенное выше говорит о том, что в предстоящих исследованиях по нитратному сигналингу в растениях необходимы новые подходы системной биологии с изучением генных сетей, регулирующих не только поглощение, но и метаболизм нитрата.

СИГНАЛИНГ УГЛЕРОДНОГО ОБМЕНА

Первичный С-метаболизм. В результате пионерных разработок начала 1950-х годов была выявлена важная роль хлоропласта как донора не только С-, но и N-ассимилятов [75]. Дальнейшее изучение этих двух параллелей уже в 1970-х годах привело к выводу о существовании тесной связи между фотосинтетической активностью и обеспеченностью растений азотом, в том числе нитратным [76]. Демонстративны в этом отношении опыты [77], в которых было обнаружено позитивное действие нитрата (1.8 мМ и более) на активность карбоксилирующих ферментов – РБФК/О, ФЕП-карбоксилазы и дегидрогеназы фосфоглицеринового альдегида у С3- (бобы) и С4- (кукуруза) растений. Оно проявлялось через индукцию их синтеза, что отличается от примеров неспецифической активации различными ионами. На примере пшеницы Triticum aestivum L. показано участие в регуляции нитратом ФЕП-карбоксилазы цитозольных протеинкиназ [78].

В последние 15–20 лет спектр ферментов С-метаболизма, регулируемых нитратом, значительно расширился. Применение дефицитных по нитратредуктазе модельных объектов табака (трансформанты Nia30(145)), у которых была минимизирована нитратвосстановительная функция, выявило индукцию 12 мМ нитратом ФЕП-карбоксилазы, цитозольной пируваткиназы, цитратсинтазы, НАДФ-зависимой изоцитратдегидрогеназы и репрессию ключевого фермента биосинтеза крахмала – АДФ-глюкопирофосфорилазы [37]. На том же объекте при действии 10 мМ нитрата после азотного голодания была показана индукция ряда ферментов цикла Кребса: цитратсинтазы, аконитазы, митохондриальной НАД-зависимой изоцитратдегидрогеназы [79]. У арабидопсиса с использованием ДНК-микрочипов выявлена в течение 20 мин индукция 0.25 мМ нитратом широкого круга ферментов углеродного обмена. В их ряду компоненты пентозофосфатного пути (глюкозо-6-фосфатдегидрогеназа, 6-фосфоглюконатдегидрогеназа, трансальдолаза, транскетолаза), гликолиза (глюкозо-6-фосфатизомераза, фосфоглицератмутаза), а также хлоропластная НАД-зависимая малатдегидрогеназа и вышеназванная ФЕП-карбоксилаза [5].

Суммированное представление о многогранности действия нитрата на первичный азотный и углеродный обмен можно составить из схемы, представленной на рисунке 2. Из нее следует, что нитратный сигналинг подавляет депонирование углерода в форме сахарозы и крахмала и стимулирует наработку необходимых для усвоения азота восстановительных эквивалентов, С-акцепторов аммиака, а также поддерживающего ионный баланс малата. Благодаря этому создается фундамент для переключения метаболизма в направлении биосинтеза аминокислот, амидов и белка.

Стартовые ферменты метаболизма углеводов. Получены первые свидетельства того, что в сферу позитивного нитратного сигналинга входят стартовые ферменты диссимиляции основных депо углерода – сахарозы и крахмала. Так, 10 мМ нитрат интенсифицировал светозависимую утилизацию крахмала при прорастании турионов многокоренника Spirodela polyrhiza (L.) Schleiden, действуя на стадии автофосфорилирования глюкан–вода–дикиназы, увеличивающей сродство крахмальных гранул к амилазе [80].

Нами обнаружено позитивное действие нитрата на активность сахарозосинтазы (СС) в корнях и зародышевых осях гороха Pisum sativum L., которое наблюдается уже при концентрации 1 мМ в первые 24 ч прорастания и сохраняется при последующем переходе к автотрофии [81, 82]. Альтернативные ферменты диссимиляции сахарозы, кислая (КИ) и щелочная (ЩИ) инвертазы, не были приоритетными мишенями нитрата. Повышение активности СС in vitro происходит в диапазоне концентраций иона 0.5–5.0 мМ с выходом на плато при 5–50 мМ. Такая концентрационная зависимость характерна для сенсинга нитрата описанными выше его рецепторами, в частности, NRT1.1 [33], что способствует проявлению рецепторной функции и у СС, локализуемой в цитозоле. Примечателен тот факт, что эффект нитрата на СС зависит не только от его концентрации, но и эндогенной сахарозы. Как следствие, при недостаточной освещенности (2.5 против 20 клк) реализация сигнального действия нитрата на СС не достигается.

Дискриминация стартовых ферментов метаболизма сахарозы как мишеней нитрата может быть связана с их биохимической спецификой. СС является важнейшим звеном в наработке УДФ-глюкозы – субстрата для широкого круга биосинтезов. В их числе: образование структурных компонентов апопласта (целлюлоза, каллоза, гемицеллюлоза и пектины), сахарозы, гликопротеидов, глико- и сульфолипидов, гликозилированных фенольных соединений, а также конъюгированных форм фитогормонов [83–86]. Альтернативные источники УДФ-глюкозы – УДФ-глюкопирофосфорилаза и пирофосфорилаза УДФ-моносахаров – имеют минорное значение как по активности, так и по разнообразию изоформ и мест компартментации [86]. Как видим, СС как мишень позитивного нитратного сигналинга способна осуществлять субстратное обеспечение разнообразных метаболических путей.

В отличие от СС, инвертазы катализируют простой гидролиз сахарозы с образованием фруктозы и глюкозы. Для вовлечения последних в метаболизм необходима дополнительная активация фосфорилированием, тогда как УДФ-глюкоза непосредственно является реакционно-активным соединением. Растворимая вакуолярная форма КИ обеспечивает, прежде всего, тургесцентность и растяжение клеток, ЩИ – усвоение сахарозы в тканях с низкой активностью СС. Первая из указанных функций реализуется и за счет самого нитрата как альтернативного и метаболически дешевого осмотика, вторая – с участием нитратзависимой активности СС. Наряду с указанными функциями, инвертазы регулируют баланс сахарозы и гексоз, а также их результирующее сигнальное действие [87]. В частности, апопластная форма КИ блокирует АБК-зависимое старение листьев. Однако эту функцию способна выполнять и СС. Более того, она непосредственно обеспечивает субстратом (УДФ-глюкозой) наработку специфических сигнальных углеводов трегалозного шунта [88].

На рисунке 3 отражены суммарные представления о физиологической роли позитивной регуляции нитратом стартовых ферментов углеводного метаболизма. Из него следует, что нитратный сигналинг амилазы уже в начальный гетеротрофный период онтогенеза обеспечивает стартовое наполнение пула сахарозы. Последняя используется с участием СС на нужды не только азотного обмена, но и других реакций наработки структурных и сигнальных компонентов растительной клетки. Вследствие этого происходит интенсификация ростовых процессов.

Вторичный С-метаболизм. Из рисунка 4 видно, что нитрат подавляет различные реакции фенольного метаболизма. В первую очередь, происходит репрессия ключевых ферментов фенилпропаноидного обмена – ФАЛ, 4-кумарат-КоА-лигазы, хинатгидроксициннамоилтрансферазы. Такое действие 12 мМ нитрата выявлено у табака. Оно сопровождалось уменьшением содержание рутина, бензойной, кумаровой, кофейной, хлорогеновой и феруловой кислот, а также ослаблением лигнификации [89]. Напротив, возрастало содержание азотсодержащего метаболита – никотиновой кислоты. У арабидопсиса 10 мМ нитрат по сравнению с 3 мМ репрессировал все ферменты пути синтеза антоцианов: халконсинтазу, халкон-флаванонизомеразу, флаванон-3-гидроксилазу, флаванон-3´-гидроксилазу, дигидрофлавонол-4-редуктазу, антоцианидинсинтазу, антоцианингликозилтрансферазу, снижая результирующее содержание кверцетина, кемпферола, цианидина и лигнина [90]. В дальнейшем было показано, что у арабидопсиса уже 3 мМ нитрат специфически подавлял наработку антоцианов, но не других фенольных метаболитов [91].

Применение дефицитных по НР трансформантов табака Nia30(145) позволило установить, что негативное действие нитрата на ферменты фенольного метаболизма не зависит от его использования как источника азота и может рассматриваться как сигнальное [89]. С использованием мутантов nla, lbd37, lbd38, lbd39 показано специфическое участие в нитратном сигналинге обмена антоцианов убиквитинлигазы NLA [90] и транскрипционных факторов LBD37, LBD38 и LBD39 [91]. Последние индуцируются нитратом и далее негативно регулируют ключевые гены наработки антоцианов PAP1 и PAP2. Расшифровка механизма регуляции нитратом иных путей фенольного обмена еще ждет своего решения.

Таким образом, нитрат регулирует не только первичный, но и вторичный метаболизм, уменьшая поток углерода в направлении лигнина и флавоноидов. Последние выполняют такие важные функции, как обеспечение механической прочности тканей, иммунитет к патогенам и снижение пищевой привлекательности для фитофагов. В связи с этим отметим тот факт, что негативный нитратный сигналинг фенилпропаноидного метаболизма показан лишь при сравнительно высоких концентрациях иона. Исключение составляет репрессия ферментов наработки антоцианов, содержание которых некритично для жизнеспособности растения в условиях природной среды.

 

На основании всего изложенного можно заключить следующее. Выявление широты охвата ферментов С- и N-метаболизма как мишеней действия нитрата несомненно является той фундаментальной новацией, на основе которой формируется новый раздел физиологии и биохимии растений. Если бы растения эволюционно не выработали способность к усвоению нитратного азота, ответ их генома на дефицит или возрастающие концентрации нитрата в среде, возможно, представлял бы собой такой же или аналогичный адаптивный молекулярный механизм с реализацией в быстрых биохимических перестройках, каким мы его видим ныне. Изменение уровня реакции множества генов приводит к тем физиологическим переменам, которые характеризуют нитрат не только как субстрат, но и как важнейший регулятор С/N-баланса и общего метаболизма. Освещению современного состояния вопроса о механизмах реализации нитратного сигналинга в растениях авторы предполагают посвятить следующее сообщение.

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Браунштейн А.Е. Процессы и ферменты клеточного метаболизма. М.: Наука, 1987. 552 с.
  2. Кретович В.Л. Усвоение и метаболизм азота у растений. М.: Наука, 1987. 485 с.
  3. Miflin B.J. The location of nitrite reductase and other enzymes related to amino acid biosynthesis in the plastids of root and leaves // Plant Physiol. 1974. V. 54. P. 550–555.
  4. Измайлов С.Ф. Азотный обмен в растениях. М.: Наука, 1986. 320 с.
  5. Wang R., Okamoto M., Xing X., Crawford N.M. Microarray analysis of the nitrate response in Arabidopsis roots and shoots reveals over 1,000 rapidly responding genes and new linkages to glucose, trehalose-6-phosphate, iron, and sulfate metabolism // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 556–567.
  6. Canfield D.E., Glazer A.N., Falkowski P.G. The evolution and future of Earth's nitrogen cycle // Sci. 2010. V. 330. P. 192–196.
  7. Crawford N.M. Nitrate: nutrient and signal for plant growth // Plant Cell. 1995. V. 7. P. 859–868.
  8. Hong B., Swaney D.P., Woodbury P.B., Weinstein D.A. Long-term nitrate export pattern from Hubbard Brook Watershed 6 driven by climatic variation // Water Air Soil Pollut. 2005. V. 160. P. 293–326.
  9. Kielland K., Olson K., Ruess R.W., Boone R.D. Contribution of winter processes to soil nitrogen flux in taiga forest ecosystems // Biogeochem. 2006. V. 81. P. 349–360.
  10. Judd K.E., Likens G.E., Groffman P.M. High nitrate retention during winter in soils of the Hubbard Brook Experimental Forest // Ecosyst. 2007. V. 10. P. 217–225.
  11. Austin A.T., Yahdjian L., Stark J.M., Belnap J., Porporato A., Norton U., Ravetta D.A., Schaeffer S.M. Water pulses and biogeochemical cycles in arid and semiarid ecosystems // Oecol. 2004. V. 141. P. 221–235.
  12. Brooks P.D., Williams M.W., Schmidt S.K. Inorganic nitrogen and microbial biomass dynamics before and during spring snowmelt // Biogeochem. 1998. V. 43. P. 1–15.
  13. Campbell J.L., Mitchell M.J., Mayer B., Groffman P.M., Christenson L.M. Mobility of nitrogen-15-labeled nitrate and sulfur-34-labeled sulfate during snowmelt // Soil Sci. Soc. Am. J. 2007. V. 71. P. 1934–1944.
  14. Shrestha J., Niklaus P.A., Pasquale N., Huber B., Barnard R.L., Frossard E., Schleppi P., Tockner K., Luster J. Flood pulses control soil nitrogen cycling in a dynamic river floodplain // Geoderma. 2014. V. 228–229. P. 14–24.
  15. Bustamante M., Verdejo V., Zúñiga C., Espinosa F., Orlando J., Carú M. Comparison of water availability effect on ammonia-oxidizing bacteria and archaea in microcosms of a Chilean semiarid soil // Front. Microbiol. 2012. V. 3. Art. 282. P. 1–10. doi:10.3389/fmicb.2012.00282
  16. Fuchslueger L., Kastl E.-M., Bauer F., Kienzl S., Hasibeder R., Ladreiter-Knauss T., Schmitt M., Bahn M., Schloter M., Richter A., Szukics U. Effects of drought on nitrogen turnover and abundances of ammonia-oxidizers in mountain grassland // Biogeosci. 2014. V. 11. P. 6003–6015.
  17. Peralta A.L., Ludmer S., Kent A.D. Hydrologic history influences microbial community composition and nitrogen cycling under experimental drying/wetting treatments // Soil Biology & Biochemistry. 2013. V. 66. P. 29–37.
  18. Gubry-Rangin C., Novotnik B., Mandič-Mulec I., Nicol G.W., Prosser J.I. Temperature responses of soil ammonia-oxidising archaea depend on pH // Soil Biol. Biochem. 2017. V. 106. P. 61–68.
  19.  Di H.J., Cameron K.C., Podolyan A., Robinson A. Effect of soil moisture status and a nitrification inhibitor, dicyandiamide, on ammonia oxidizer and denitrifier growth and nitrous oxide emissions in a grassland soil // Soil Biol. Biochem. 2014. V. 73. P. 59–68.
  20. Stephan K., Kavanagh K.L., Koyama A. Effects of spring prescribed burning and wildfires on watershed nitrogen dynamics of central Idaho headwater areas // For. Ecol. Manag. 2012. V. 263. P. 240–252.
  21. Rhoades Ch.C., McCutchan J.H., Cooper L.A., Clow D., Detmer Th.M., Briggs J.S., Stednick J.D., Veblen Th.T., Ertz R.M., Likens G.E., Lewis W.M. Biogeochemistry of beetle-killed forests: Explaining a weak nitrate response // PNAS. 2013. V. 110. P. 1756–1760.
  22. Norton U., Ewers B.E., Borkhuu B., Brown N.R., Pendall E. Soil nitrogen five years after bark beetle infestation in lodgepole pine forests // Soil Sci. Soc. Amer. J. 2015. V. 79. P. 282–293.
  23. Subbarao G.V., Yoshihashi T., Worthington M., Nakahara K., Ando Y., Sahrawat K.L., Rao I.M., Lata J.-Ch., Kishii M., Braun H.-J. Suppression of soil nitrification by plants // Plant Sci. 2015. V. 233. P. 155–164.
  24. Alboresi A., Gestin C., Leydecker M.-T., Bedu M., Meyer C., Truong H.-N. Nitrate, a signal relieving seed dormancy in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2005. V. 28. P. 500–512.
  25. Krouk G., Lacombe B., Bielach A., Perrine-Walker F., Malinska K., Mounier E., Hoyerova K., Tillard P., Leon S., Ljung K., Zazimalova E., Benkova E., Nacry P., Gojon A. Nitrate-regulated auxin transport by NRT1.1 defines a mechanism for nutrient sensing in plants // Dev Cell. 2010. V. 18. P. 927–937.
  26. Butz R.G., Jackson W.A. A mechanism for nitrate transport and reduction // Phytochem. 1977. V. 16. P. 409–417.
  27. Sasaki T., Mori I.C., Furuichi T., Munemasa Sh., Toyooka K., Matsuoka K., Murata Y., Yamamoto Y. Closing plant stomata requires a homolog of an aluminum-activated malate transporter // Plant Cell Physiol. 2010. V. 51. P. 354–365.
  28. Wang Y.-Y., Hsu P.-K., Tsay Y.-F. Uptake, allocation and signaling of nitrate // Trends Plant Sci. 2012. V. 17. P. 458–467.
  29. Guo F.-Q., Wang R., Chen M., Crawford N.M. The Arabidopsis dual-affinity nitrate transporter gene AtNRT1.1 (CHL1) is activated and functions in nascent organ development during vegetative and reproductive growth // Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1761–1777.
  30. Vidal E.A., Álvarez J.M., Gutiérrez R.A. Nitrate regulation of AFB3 and NAC4 gene expression in Arabidopsis roots depends on NRT1.1 nitrate transport function // Plant Signal. Behavior. 2014. V. 9. Art. e28501.
  31. Tsay Y.F., Schroeder J.I., Feldmann K.A., Crawford N.M. The herbicide sensitivity gene CHL1 of Arabidopsis encodes a nitrate-inducible nitrate transporter // Cell. 1993. V. 72. P. 705–713.
  32. Liu K.H., Huang C.Y., Tsay Y.F. CHL1 is a dual-affinity nitrate transporter of Arabidopsis involved in multiple phases of nitrate uptake // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 865‒874.
  33. Gojon A., Krouk G., Perrine-Walker F., Laugier E. Nitrate transceptor(s) in plants // J. Exp. Bot. 2011. V. 62. P. 2299–2308.
  34.  Guo F.Q., Wang R., Crawford N.M. The Arabidopsis dual-affinity nitrate transporter gene AtNRT1.1 (CHL1) is regulated by auxin in both shoots and roots // J Exp Bot. 2002. V. 53. P. 835–844.
  35. Walch-Liu P., Forde B.G. Nitrate signalling mediated by the NRT1.1 nitrate transporter antagonises L-glutamate-induced changes in root architecture // Plant J. 2008. V. 54. P. 820–828.
  36. Ho C.H., Lin S.H., Hu H.C., Tsay Y.F. CHL1 functions as a nitrate sensor in plants // Cell. 2009. V. 138. P. 1184–1194.
  37. Riveras E., Alvarez J.M., Vidal E.A., Oses C., Vega A., Gutiérrez R.A. The calcium ion is a second messenger in the nitrate signaling pathway of Arabidopsis // Plant Physiol. 2015. V. 169. P. 1397–1404.
  38. Guo F.-Q., Young J., Crawford N.M. The nitrate transporter AtNRT1.1 (CHL1) functions in stomatal opening and contributes to drought susceptibility in Arabidopsis // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 107–117.
  39. Little D.Y., Rao H., Oliva S., Daniel-Vedele F., Krapp A., Malamy J.E. The putative high-affinity nitrate transporter NRT2.1 represses lateral root initiation in response to nutritional cues // PNAS. 2005. V. 102. P. 13693–13698.
  40. Orsel M., Chopin F., Leleu O., Smith S.J., Krapp A., Daniel-Vedele F., Miller A.J. Nitrate signaling and the two component high affinity uptake system in Arabidopsis // Plant Signal Behav. 2007. V. 2. P. 260–262.
  41. Huang N.C., Liu K.H., Lo H.J., Tsay Y.F. Cloning and functional characterization of an Arabidopsis nitrate transporter gene that encodes a constitutive component of low-affinity uptake // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 1381–1392.
  42. Li W., Wang Y., Okamoto M., Crawford N.M., Siddiqi M.Y., Glass A.D. Dissection of the AtNRT2.1:AtNRT2.2 inducible high-affinity nitrate transporter gene cluster // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 425–433.
  43. Pellizzaro A., Clochard T., Cukier C., Bourdin C., Juchaux M., Montrichard F., Thany S., Raymond V., Planchet E., Limami A.M., Morère-Le Paven M.C. The nitrate transporter MtNPF6.8 (MtNRT1.3) transports abscisic acid and mediates nitrate regulation of primary root growth in Medicago truncatula // Plant Physiol. 2014. V. 166. P. 2152–2165.
  44. Kiba T., Feria-Bourrellier A.-B., Lafouge F., Lezhneva L., Boutet-Mercey S., Orsel M., Brehaut V., Miller A., Daniel-Vedele F., Sakakibara H., Krapp A. The Arabidopsis nitrate transporter NRT2.4 plays a double role in roots and shoots of nitrogen-starved plants // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 245–258.
  45. Li J.Y., Fu Y.L., Pike S.M., Bao J., Tian W., Zhang Y., Chen C.Z., Zhang Y., Li H.M., Huang J., Li L.G., Schroeder J.I., Gassmann W., Gong J.M. The Arabidopsis nitrate transporter NRT1.8 functions in nitrate removal from the xylem sap and mediates cadmium tolerance // Plant Cell. 2010. V. 22. P. 1633–1646.
  46. Zhang G.-B., Yi H.-Y., Gong J.-M. The Arabidopsis ethylene/jasmonic acid-NRT signaling module coordinates nitrate reallocation and the trade-off between growth and environmental adaptation // Plant Cell. 2014. V. 26. P. 3984–3998.
  47. Lin S.H., Kuo H.F., Canivenc G., Lin C.S., Lepetit M., Hsu P.K., Tillard P., Lin H.L., Wang Y.Y., Tsai C.B., Gojon A., Tsay Y.F. Mutation of the Arabidopsis NRT1.5 nitrate transporter causes defective root-to-shoot nitrate transport // Plant Cell. 2008. V. 20. P. 2514–2528.
  48. Chiu Ch.-Ch., Lin Ch.-S., Hsia A.-P., R.-Ch. Su, Lin H.-L., Tsay Y.-F. Mutation of a nitrate transporter, AtNRT1.4, results in a reduced petiole nitrate content and altered leaf development // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45. P. 1139–1148.
  49. Chopin F., Orsel M., Dorbe M.F., Chardon F., Truong H.N., Miller A.J., Krapp A., Daniel-Vedele F. The Arabidopsis ATNRT2.7 nitrate transporter controls nitrate content in seeds // Plant Cell. 2007. V. 19. P. 1590–1602.
  50. De Angeli A., Monachello D., Ephritikhine G., Frachisse J.M., Thomine S., Gambale F., Barbier-Brygoo H. The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles // Nature. 2006. V. 442. P. 939–942.
  51. von der Fecht-Bartenbach J., Bogner M., Dynowski M., Ludewig U. CLC-b-mediated NO3-/H+ exchange across the tonoplast of Arabidopsis vacuoles // Plant Cell Physiol. 2010. V. 51. P. 960–968.
  52. He Y.N., Peng J.S., Cai Y., Liu D.F., Guan Y., Yi H.Y., Gong J.M. Tonoplast-localized nitrate uptake transporters involved in vacuolar nitrate efflux and reallocation in Arabidopsis // Sci. Rep. 2017. V. 7. Id. 6417. doi: 10.1038/s41598-017-06744-5.
  53. Fan Sh.-Ch., Lin Ch.-S., Hsu P.-K., Lin Sh.-H., Tsay Y.-F. The Arabidopsis nitrate transporter NRT1.7, expressed in phloem, is responsible for source-to-sink remobilization of nitrate // Plant Cell. 2009. V. 21. P. 2750–2761.
  54. Lezhneva L., Kiba T., Feria-Bourrellier A.-B., Lafouge F., Boutet-Mercey S., Zoufan P., Sakakibara H., Daniel-Vedele F., Krapp A. The Arabidopsis nitrate transporter NRT2.5 plays a role in nitrate acquisition and remobilization in nitrogen‐starved plants // Plant J. 2014. V. 80. P. 230–241.
  55. Hsu P.-K., Tsay Y.-F. Two phloem nitrate transporters, NRT1.11 and NRT1.12, are important for redistributing xylem-borne nitrate to enhance plant growth // Plant Physiol. 2013. V. 163. P. 844–856.
  56. Almagro A., Lin S.H., Tsay Y.F. Characterization of the Arabidopsis nitrate transporter NRT1.6 reveals a role of nitrate in early embryo development // Plant Cell. 2008. V. 20. P. 3289–3299.
  57. Geiger D., MaierhoferT., AL-Rasheid Kh.A.S., Scherzer S., Mumm P., Liese A., Ache P., Wellmann Ch., Marten I., Grill E., Romeis T., Hedrich R. Stomatal closure by fast abscisic acid signaling is mediated by the guard cell anion channel SLAH3 and the receptor RCAR1 // Sci. Signal. 2011. V. 4. ra32. doi: 10.1126/scisignal.2001346.
  58. Gutermuth T., Lassig R., Portes M.T., Maierhofer T., Romeis T., Borst J.W., Hedrich R., Feijó J.A., Konrad K.R. Pollen tube growth regulation by free anions depends on the interaction between the anion channel SLAH3 and calcium-dependent protein kinases CPK2 and CPK20 // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 4525–4543.
  59. Zheng X., He K., Kleist T., Chen F., Luan Sh. Anion channel SLAH3 functions in nitrate‐dependent alleviation of ammonium toxicity in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2015. V. 38. P. 474–486.
  60. Maierhofer T., Lind Ch., Hüttl S., Scherzer S., Papenfuß M., Simon J., Al-Rasheid Kh.A.S., Ache P., Rennenberg H., Hedrich R., Müller T.D., Geiger D. A single-pore residue renders the Arabidopsis root anion channel SLAH2 highly nitrate selective // Plant Cell. 2014. V. 26. P. 2554–2567.
  61. Tang P.S., Wu H.Y. Adaptive formation of nitrate reductase in rice seedlings // Nature. 1957. V. 179. P. 1355–1356.
  62. Hewitt E.J., Afridi M. Adaptive synthesis of nitrate reductase in higher plants // Nature. 1959. V. 183. P. 57–58.
  63. Zielke H.R., Filner P. Synthesis and turnover of nitrate reductase induced by nitrate in cultured tobacco cells // J. Biol. Chem. 1971. V. 246. P. 1772–1779.
  64. Somers D.A., Kuo Ts.-M., Kleinhofs A., Warner R.L., Oaks A. Synthesis and degradation of barley nitrate reductase // Plant Physiol. 1983. V. 72. P. 949–952.
  65. Remmler J.L., Campbell W.H. Regulation of corn leaf nitrate reductase. II. Synthesis and turnover of the enzyme’s activity and protein // Plant Physiol. 1986. V. 80. P. 442–447.
  66. Redinbaugh M.G., Campbell W.H. Higher plant responses to environmental nitrate // Physiol. Plantarum. 1991. V. 82. P. 640–650.
  67. Wang R., Guegler K., LaBrie S.T., Crawford N.M. Genomic analysis of a nutrient response in Arabidopsis reveals diverse expression patterns and novel metabolic and potential regulatory genes induced by nitrate // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1491–1509.
  68. Redinbaugh M.G., Campbell W.H. Glutamine synthetase and ferredoxin-dependent glutamate synthase expression in the maize (Zea mays) root primary response to nitrate (evidence for an organ-specific response) // Plant Physiol. 1993. V. 101. P. 1249–1255.
  69. Scheible W.R., Gonzalez-Fontes A., Lauerer M., Muller-Rober B., Caboche M., Stitt M. Nitrate acts as a signal to induce organic acid metabolism and repress starch metabolism in tobacco // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 783–798.
  70. Sakakibara H., Kobayashi K., Deji A. Sugiyama T. Partial characterization of the signaling pathway for the nitrate-dependent expression of genes for nitrogen-assimilatory enzymes using detached maize leaves // Plant Cell Physiol. 1997. V. 38. P. 837–843.
  71. Wang R., Xing X., Crawford N. Nitrite acts as a transcriptome signal at micromolar concentrations in Arabidopsis roots // Plant Physiol. 2007. V. 145. P. 1735–1745.
  72. Мамаева А.С., Фоменков А.А., Носов А.В., Мошков И.Е., Мур Л.А.Дж., Холл М.А., Новикова Г.В. Регуляторная роль оксида азота у растений // Физиология растений. 2015. Т. 62. С. 459–473.
  73. Beuve N., Rispail N., Laine P., Cliquet J.-B., Ourry A., le Deunff E. Putative role of γ-aminobutyric acid (GABA) as a long-distance signal in up-regulation of nitrate uptake in Brassica napus L. // Plant Cell Environ. 2004. V. 27. P. 1035–1046.
  74. Forde B.G., Lea P.J. Glutamate in plants: metabolism, regulation, and signaling // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 2339–2358.
  75. Ничипорович А.А. Фотосинтез и теория получения высоких урожаев: 15-е Тимирязевское чтение. М.: Изд-во АН СССР, 1956. 94 с.
  76. Андреева Т.Ф. Фотосинтез и азотный обмен листьев. М.: Наука, 1969. 200 с.
  77. Авдеева Т.А., Андреева Т.Ф., Ничипорович А.А. Влияние азотного питания на фотосинтез, активность карбоксилирующих ферментов и дегидрогеназы фосфоглицеринового альдегида у растений бобов и кукурузы, выращенных при разной интенсивности света // Физиология растений. 1974. Т. 21. С. 308–314.
  78. Champigny M.L., Foyer C. Nitrate activation of cytosolic protein kinases diverts photosynthetic carbon from sucrose to amino acid biosynthesis: basis for a new concept // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 7–12.
  79. Lancien M., Ferrario-Mery S., Roux Y., Bismuth E., Masclaux C., Hirel B., Gadal P., Hodges M. Simultaneous expression of NAD-dependent isocitrate dehydrogenase and other Krebs cycle genes after nitrate resupply to short-term nitrogen-starved tobacco // Plant Physiol. 1999. V. 120. P. 717–726.
  80. Appenroth K.J., Ziegler P. Light-induced degradation of storage starch in turions of Spirodela polyrhiza depends on nitrate // Plant Cell Environ. 2008. V. 31. P. 1460−1469.
  81. Брускова Р.К., Никитин А.В., Сацкая М.В., Измайлов С.Ф. Действие нитрата на активность сахарозосинтазы растений гороха // Физиология растений. 2009. Т. 56. С. 85–91.
  82. Никитин А.В., Измайлов С.Ф. Ферменты диссимиляции сахарозы как мишени действия нитрата в раннем онтогенезе гороха посевного // Физиология растений. 2016. Т. 63. С. 159–164.
  83. Doblin M.S., Kurek I., Jacob-Wilk D., Delmer D.P. Cellulose biosynthesis in plants: from genes to rosettes // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43. P. 1407–1420.
  84. Klinghammer M., Tenhaken R. Genome-wide analysis of the UDP-glucose dehydrogenase gene family in Arabidopsis, a key enzyme for matrix polysaccharides in cell walls // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 3609–3621.
  85. Okazaki Y., Shimojima M., Sawada Y., Toyooka K., Narisawa T., Mochida K., Tanaka H., Matsuda F., Hirai A., Hirai M.Y., Ohta H., Saito K. A chloroplastic UDP-glucose pyrophosphorylase from Arabidopsis is the committed enzyme for the first step of sulfolipid biosynthesis // Plant Cell. 2009. V. 21. P. 892–909.
  86. Kleczkowski L.A., Kunz S., Wilczynska M. Mechanisms of UDP-glucose synthesis in plants // Crit. Rev. Plant Sci. 2010. V. 29. P. 191–203.
  87. Ruan Y.-L., Jin Y., Yang Y.-J., Li G.-J., Boyer J.S. Sugar input, metabolism, and signaling mediated by invertase. Roles in development, yield potential, and response to drought and heat // Mol. Plant. 2010. V. 3. P. 942–955.
  88. Schluepmann H., Berke L., Sanchez-Perez G.F. Metabolism control over growth: a case for trehalose-6-phosphate in plants // J. Exp. Bot. 2012. V. 63. P. 3379–3390.
  89. Fritz C., Palacios-Rojas N., Feil R., Stitt M. Regulation of secondary metabolism by the carbon–nitrogen status in tobacco: nitrate inhibits large sectors of phenylpropanoid metabolism // Plant J. 2006. V. 46. P. 533–548.
  90. Peng M., Hudson D., Schofield A., Tsao R., Yang R., Gu H., Bi Y.M., Rothstein S.J. Adaptation of Arabidopsis to nitrogen limitation involves induction of anthocyanin synthesis which is controlled by the NLA gene // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 2933–2944.
  91. Rubin G., Tohge T., Matsuda F., Saito K., Scheible W.R. Members of the LBD family of transcription factors repress anthocyanin synthesis and affect additional nitrogen responses in Arabidopsis // Plant Cell. 2009. V. 21. P. 3567–3584.