УДК 581.1

СВЕТОИНДУЦИРУЕМЫЕ СТРЕССОВЫЕ БЕЛКИ ПЛАСТИД ФОТОТРОФОВ

© 2013 г. Н. П. Юрина, Д. В. Мокерова, М. С. Одинцова

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки 

Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН, Москва

Поступила в редакцию 29.10.2012 г.

В обзоре кратко изложены современные представления о светоиндуцируемых белках растений, широко распространенных среди про- и эукариотических фотосинтезирующих организмов. Наибольшее внимание уделено рассмотрению ранних светоиндуцируемых белков пластид (Elip от Early light inducible protein) и их фотопротекторной роли в условиях светового стресса. Приведены данные о структуре и функциях родственных Elip белков (Ohp/Hlip, Sep), а также о белках семейства Cab, хлорофилл а/b-связывающих белков фотосистем I и II, по ряду свойств сходных с Elip. Обсуждается мультигенное семейство белков светособирающих комплексов и возможные пути их эволюции.

 

Ключевые слова: высшие растения – пластиды – светоиндуцируемые белки – световой стресс – Elip

 

---------------------------

Сокращения: Хл – хлорофилл; APX – аскорбатпероксидаза; Cry – криптохром; Elip – ранний светоиндуцируемый белок (от Early light inducible protein); Phot – фототропин; Phy  фитохром.

Адрес для корреспонденции: Юрина Надежда Петровна. 119071 Москва, Ленинский пр-т, 33. Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН. Факс: 007 (495) 954-27-32; электронная почта: NYurina@inbi.ras.ru

 ВВЕДЕНИЕ

Свет является источником энергии, обеспечивающей рост растений за счет фотосинтеза. Он также служит сигналом, участвующим в регуляции процессов морфогенеза, таких как деэтиоляция и переход к репродуктивной стадии развития. Однако свет обладает и неблагоприятным действием на растения. Избыточный свет, поглощенный фотосинтетическим аппаратом, стимулирует образование вредных для растений активных форм кислорода (АФК), таких как супероксидные радикалы (O2─), гидроксильные радикалы (OH─), пероксид водорода (H2O2) и синглетный кислород (1O2) [1]. Поскольку растения должны быстро реагировать на изменяющиеся условия окружающей среды и часто экстремальные световые условия, в ходе эволюции у них выработались фотосенсорные сети сигнальных путей, которые позволяют им достичь оптимального уровня фотосинтеза, сводя к минимуму вредное влияние избыточного света. У растений имеются сложные фоторецепторные системы, способные отслеживать световые условия и непрерывно приспосабливать к ним светозависимые физиологические процессы, в том числе и развитие организма.

В обзоре обобщены современные представления о механизмах восприятия и передачи световых сигналов. Рассматриваются фоторецепторы, воспринимающие световые сигналы, инициирующие внутриклеточные сигнальные пути, регулирующие развитие растений. Обсуждаются белки, участвующие в передаче световых сигналов. Особое внимание уделено светоиндуцируемым белкам, играющим важную роль в фотосинтезе эу- и прокариот. Приводятся новые данные о свойствах и функциях ранних светоиндуцируемых белков пластид (Elip от Early light inducible protein). Подчеркивается защитная роль этих белков в условиях фотоингибирования. 

 

ФОТОРЕЦЕПТОРЫ И ИХ РОЛЬ В СВЕТОВОМ СИГНАЛИНГЕ

Фотоингибирование

 

В условиях светового стресса, когда избыточно поглощенная световая энергия не может быть использована в фотохимических реакциях, происходит фотоингибирование. Процесс сопровождается фотоокислением пигментов, деструкцией каротиноидов, обесцвечиванием хлорофиллов и разрушением структур хлоропластов [25]. Интенсивный свет вызывает у растений значительные изменения в экспрессии многих генов, локализованных в разных компартментах клетки [6]. Так, установлено, что свет высокой интенсивности индуцирует экспрессию генов белков Elip, аскорбатпероксидазы (APX2), актина, металлотионеина, белка LEA (от late embryogenesis abundant), белка RHL41 (от responsive to high light) и др. Около 100 генов в геноме Arabidopsis активируются в условиях светового стресса, значительная часть которых (70%) активируется также засухой [68]. Свет высокой интенсивности индуцирует экспрессию ряда транскрипционных факторов, в числе которых DREB2A (от Drought Response Binding 2A) и ZAT10 (от Zinc finger protein 10 of Arabidopsis thaliana). Последний может регулировать до 18% транскриптома Arabidopsis [4]. В то же время, в этих условиях экспрессия многих генов, связанных с биосинтезом пигментов, подавляется [9]. Механизмы, с помощью которых воспринимается избыточное освещение, а также, каким образом информация передается в ядро, чтобы инициировать генетически детерминированную ответную реакцию, неизвестны. Установлено, что с экспрессией генов фотосинтеза, локализованных в геномах хлоропластов и ядра, коррелируют редокс-состояние пула пластохинонов и изменения в концентрации АБК [8]. 

Интенсивный свет вызывает репрессию генов, кодирующих белки ФС I и белки кислород-выделяющего комплекса ФС II. При интенсивном освещении повреждаются реакционные центры фотосистем. Наиболее чувствительным звеном фотосинтетического аппарата к действию высоких интенсивностей света является ФС II, в частности, белок реакционного центра этой фотосистемы D1. Хотя механизм фотоповреждения ФС II недостаточно изучен, доказано, что поврежденный белок D1 быстро разрушается и заменяется новосинтезированным белком, чтобы поддержать стационарный уровень функциональной ФС II [9]. У высших растений и водорослей основную роль в удалении поврежденного белка D1 играют локализованные в тилакоидных мембранах протеазы FtsH и ассоциированная с мембранами сериновая протеаза Deg. Ген psbA, кодирующий белок D1, локализован в геноме пластид, в типичных случаях в виде одной копии. Экспрессия гена индуцируется светом высокой интенсивности [10]. В восстановлении фотоповрежденных реакционных центров ФС II участвует Sig5, сигма-фактор хлоропластной РНК-полимеразы. Уровень экспрессии гена sig5 зависит от редокс-состояния ЭТЦ. В тилакоидных мембранах пластид функционирует уникальная система фосфорилирования/дефосфорилирования белков, которая также участвует в восстановлении фотоповрежденных мембранных белков ФС II и ее светособирающей антенны [4].

Избыточный свет, поглощенный фотосинтетическим аппаратом, вызывает образование АФК, при этом нарушается баланс между образованием и удалением различных форм АФК (например, Н2О2 и ОН─), что приводит к перекисному окислению белков, липидов и ферментов, необходимых для осуществления собственных функций хлоропластов и клетки в целом. Действие вредных форм АФК усиливается неблагоприятными факторами окружающей среды, подавляющими фотосинтетическую активность. Для нормального функционирования в условиях светового стресса у фотосинтезирующих организмов в ходе эволюции возникли многочисленные защитные механизмы, которые предотвращают или сводят к минимуму образование нежелательных форм АФК при фотосинтезе. К таким защитным механизмам относятся изменения в светособирающих антеннах и/или реакционных центрах фотосистем, диссипация избытка энергии возбуждения, синтез антиоксидантных ферментов, таких как супероксиддисмутазы, аскорбатпероксидазы, каталазы и глютатион S-трансферазы/пероксидазы, неферментативные антиоксиданты – каротиноиды, токоферолы, антоцианины и флавоноиды, а также защитные белки [6, 11]. C фотозащитными механизмами связаны также (прямо или косвенно) протеазы пластид, такие как FtsH, Deg и SPPA [12]. Неферментативные антиоксиданты – каротиноиды и ксантофиллы, при высокой интенсивности света принимают участие в диссипации энергии возбуждения, снижая образование 1O2 [11]. 

Важная роль среди защитных механизмов принадлежит защитным белкам. К таким белкам относят широко распространенное среди растений семейство ранних светоиндуцируемых белков Elip, коротко живущих белков тилакоидных мембран, которые экспрессируются в первые часы позеленения этиолированных проростков. Транскрипты Elip и соответствующие белки появляются значительно раньше, чем транскрипты и белки других светоиндуцируемых генов, на ранних стадиях деэтиоляции и исчезают до окончания развития хлоропластов [1, 13]. Во взрослых зеленых растениях белки Elip отсутствуют. Они накапливаются в тилакоидных мембранах только в ответ на различные абиотические стрессы (световой и холодовой стресс, высокая соленость почвы, УФ-В радиация, обезвоживание и др.), когда подавлена экспрессия хлорофилл а/b-связывающих белков (Cab), которые постоянно экспрессируются в тилакоидах [12, 1416]. На этом основании предполагают, что белки Elip выполняют защитную функцию, которая может заключаться в связывании свободного хлорофилла, что предотвращает образование АФК и фотоокислительные повреждения компонентов клеток, или в связывании пигментов ксантофилльного цикла, что приводит к нефотохимической диссипации избытка поглощенной световой энергии [9, 14, 16, 17]. 

 

Фоторецепторы

Растения способны различать почти все характеристики света, включая направление, длину волны и продолжительность освещения, используя при этом три основных класса фоторецепторов, “узнающих” разные длины волн: поглощающие красный/дальний и красный свет фитохромы, поглощающие синий свет/УФ-А криптохромы и фототропины. Недавно идентифицирован рецептор УФ-B света (280320 нм), белок UVR8 (от UVB Resistence 8) [18]. У Arabidopsis дополнительно к трем основным фоторецепторам (фитохромы, криптохромы и фототропины) недавно обнаружены фоторецепторы синего света: ZTL (ZEITLUPE), FKF1 (FLAVIN-BINDING, KELCH REPEAT, F-BOX) и LKP2 (LOV KELCH PROTEIN 2). Семейство белков ZTL/FKF1/LKP2 обладает уникальной комбинацией доменов: абсорбирующий синий свет LOV-домен (от light-oxygen-voltage), сходный с флавин-связывающей областью фототропинов Arabidopsis, и домены, участвующие в протеосомной деградации белков, – F-box-домен и kelch-повторы (широко распространенный мотив в белках про- и эукариот, впервые обнаруженный в kelch ORF1 белке дрозофилы; kelch-мотив состоит из ~ 50 аминокислотных остатков и содержит 4 консервативных гидрофобных остатка, за которыми следуют два остатка глицина. Каждый kelch-мотив образует четыре тяжа β-структуры, напоминающей “лезвие” пропеллера. В белках этот мотив встречается в виде повторов, образующих пропеллер, в котором отдельные “лезвия” расположены вокруг центральной оси). Предполагают, что семейство белков ZTL/FKF1/LKP2 участвует в регуляции суточных ритмов и фотопериодичности цветения, контролируя зависимую от синего света деградацию белков [19, 20]. 

Фитохромы представляют собой димерные белки, в типичных случаях состоящие из двух идентичных апобелков, ковалентно связанных с фитохромобилином – линейным тетрапиррольным билином, который служит хромофором и определяет способность того или иного фитохрома поглощать красный (666 нм) и дальний красный (730 нм) свет. Красный свет (666, 730 нм) вызывает структурные изменения фитохромобилина (обратимую фотоизомеризацию у двойной связи С15-С16) и обратимый переход фитохрома из биологически неактивной конформации (Pr-форма) в биологически активную (Pfr-форма). Таким образом, фитохромы действуют подобно “переключателям”, которые включаются красным светом и выключаются дальним красным светом. Взаимопревращения Pr и Pfr, сопровождающиеся изменениями конформации белка, необходимы для передачи светового сигнала.

Число фитохромов у разных видов растений различно. У Arabidopsis обнаружены пять фитохромов (PhyA–PhyE), которые опосредуют ответные реакции на красный и дальний красный свет. Среди них фитохром А (PhyA), в основном, ответствен за восприятие постоянного дальнего красного света, в то время как PhyB ответствен, в основном, за восприятие постоянного красного света [19]. У большинства видов растений фитохромы кодируются небольшим семейством генов. Фитохромы Arabidopsis кодируются 5 различными генами (PhyA—PhyE). Эти гены ответственны за регуляцию ответных реакций на красный свет, включая прорастание семян, фотоморфогенез проростков, избегание тени, цветение и многие другие адаптивные ответные реакции. Фитохромы локализованы в цитоплазме. Они являются протеинкиназами. У высших растений фитохромы имеют домен, сходный с гистидинкиназой, но гистидинкиназная активность у них не обнаружена. Фитохромы способны к автофосфорилированию по остаткам серина/треонина [21]. 

Синий свет с помощью фоторецепторов (криптохромов и фототропинов) регулирует у высших растений такие реакции, как движение хлоропластов, подавление элонгации гипокотиля, циркадный тайминг, экспрессия генов и открывание устьиц. 

Криптохромы. В криптохромах хромофорными группами служат флавин и птерин (или деазафлавин). Светособирающим хромофором является птерин. Белки криптохромов родственны ДНК-фотолиазам – ферментам, которые участвуют в восстановлении повреждений ДНК, вызванных УФ-светом. Хотя криптохромы не могут непосредственно восстанавливать ДНК, первичные акты захвата света у них такие же, как у фотолиаз. Криптохромная фоторецепторная система локализована в ядре. Предполагают наличие светозависимого транспорта криптохромов через ядерную мембрану [4]. Криптохромы контролируют биосинтез антоцианов и каротиноидов. От криптохромного сигнала зависит экспрессия генов халконсинтазы, халконизомеразы, дигидрофлавонолредуктазы и других ферментов биосинтеза антоцианов. Криптохромный сигнал тормозит рост гипокотиля на свету, контролирует процессы деэтиоляции и устьичную проводимость [4].

У Arabidopsis идентифицированы 4 основных фоторецептора синего света: два криптохрома (Cry1 и Cry2) и 2 фототропина (Phot1 и Phot2). Криптохром 1 (Сry1) – основной рецептор синего/УФ-А света, участвует в фотоморфогенезе и играет решающую роль в ответных реакциях Arabidopsis на свет высокой интенсивности, ведущий к окислительному повреждению. У cry1-мутантов Arabidopsis нарушается регуляция экспрессии многих генов, среди которых гены, кодирующие редокс-белки (At2g41480, At5g44440 и At1g75270), транскрипционные факторы (At1g75240, At2g33860 и At5g60450), регуляторы транскрипции, ферменты фенилпропаноидного пути и белки, связанные с ответными реакциями на стресс (глютатионпероксидаза 7 – At4g31870; глютатион-S-трансферазы – At1g10370 и At1g02940; убихинонметилтрансфераза – At2g41040; фермент, участвующий в биосинтезе пиридоксина, PDX2 – At5g60540). В экспрессии генов транскрипционных факторов PAP1 и PAP2, связанных с биосинтезом флавоноидов, у Arabidopsis также принимает участие Cry1. 

Центральное место в криптохромном сигналинге занимает светозависимое расщепление конститутивного белка, участвующего в фотоморфогенезе (СOP1 от constitutive photomorphogenic 1). С-концевой домен Cry1 взаимодействует с белком СОР1 (Е3 убиквитинлигазой), который участвует в светорегулируемом расщеплении транскрипционных факторов, таких как транскрипционный фактор с доменом типа “лейциновой молнии” HY5 (long hypocotyl 5), HYH (гомолог HY5), HFR1 (long hypocotyl in far-red) и LAF1 (long after far-red light 1). Вызванные светом конформационные изменения криптохромов индуцируют структурную модификацию СОР1, что приводит к освобождению HY5, связанного с СОР1 в темноте. Сигнальная система Cry1-COP1-HY5, по всей видимости, участвует в индукции ответных реакций растений на свет высокой интенсивности [4]. Фоторецептор Сry2 функционирует, в основном, при низких интенсивностях синего света. В отличие от Cry1, Cry2 быстро разрушается под действием УФ-А, синего и зеленого света. На синем свету низкой интенсивности этот рецептор ингибирует элонгацию гипокотиля. Оба криптохрома – Cry1 и Cry2 – являются основными регуляторами ранних, индуцируемых синим светом генов [22].

Фототропины Phot1 и Phot2 – мембранные рецепторы синего света. В проростках Arabidopsis оба фототропина контролируют фототропизм. В зрелых листьях Arabidopsis фототропины влияют на форму листьев, регулируют накопление хлоропластов и открывание устьиц. Хлоропластную реакцию избегания интенсивного света контролирует Phot2. Свет влияет на уровень экспрессии фототропинов. В проростках Arabidopsis экспрессия phot1 подавляется, а экспрессия phot2 активируется светом. В регуляции транскрипции фототропинов участвуют криптохромная и фитохромная рецепторные системы Arabidopsis. Основными фоторецепторами, которые регулируют транскрипцию phot1, являются Cry1 и PhyB. Экспрессия phot2 зависит от обоих криптохромов и PhyA [23]. Фототропины идентифицированы у семенного растения Arabidopsis thaliana, папоротника Adiantum capillus-veneris, мха Physcomitrella patens и зеленой водоросли Mougeotia scalaris [22]. Две копии гена phot1 (phot1a и phot1b) и одна копия гена phot2 картированы в геноме риса. 

Фототропины Arabidopsis имеют фотосенсорный N-конец, состоящий из двух LOV-доменов, которые встречаются в рецепторных белках, ответственных за фототропизм, xемотропизм и потенциал-зависимые мембранные процессы, и С-концевой серин/треонин киназный домен, относящийся к семейству AGC (цAMФ-зависимая протеинкиназа, цГMФ-зависимая протеинкиназа и фосфолипид-зависимая протеинкиназа С). В темноте LOV-домены нековалентно связываются с флавинмононуклеотидом (ФМН). Синий свет индуцирует ковалентное связывание хромофора ФМН с консервативным остатком цистеина каждого из LOV-доменов. При этом изменяется конформация белка и киназная активность. 

Phot1 и Phot2 обладают разной фотосенсорной чувствительностью к синему свету. Это приводит к оптимизации фотосинтеза, что способствует росту растений в условиях низкой освещенности [22]. Phot1 (мол. м. 120 кД), который является протеинкиназой, функционирует при различных интенсивностях синего света, в то время как Phot2 функционирует только на интенсивном синем свету. Этот рецептор играет основную роль в хлоропластной реакции избегания интенсивного света и вместе с Cry1 защищает растения от избыточного освещения [4]. Предполагают, что в мембране фототропины образуют гетеродимер и нарушение функционирования одного из фототропинов приводит к нарушению фототропизма [1]. В отличие от криптохромов, фототропины играют вспомогательную роль в регуляции транскрипции чувствительных к синему свету генов. Только ограниченное число генов находятся под их контролем. Фототропины опосредуют такие ответные реакции растений, как движение хлоропластов, фототропизм и открывание устьиц. Геном Arabidopsis кодирует также три Zeitlupe-подобных белка (Zeitlupe в переводе с немецкого языка означает замедленное действие; этот термин впервые был использован при описании мутантных локусов растений с удлиненным суточным ритмом), которые являются рецепторами УФ-B света. Функция этих рецепторов отлична от других фоторецепторов: они “запускают” экспрессию специфических групп генов, которые не чувствительны к другим качественным характеристикам света, в том числе к УФ-А, что, вероятно, способствует адаптации растений к повреждающему действию УФ-B света [24].

Фоторецепторы регулируют развитие растений на протяжении всего жизненного цикла. Они воспринимают световые сигналы и инициируют внутриклеточные сигнальные пути, включающие протеолитическое расщепление сигнальных компонентов и репрограммирование транскрипции. Механизмы передачи светового сигнала фоторецепторами в деталях неизвестны. Наличие киназных доменов в фоторецепторных белках позволяет предполагать участие фосфорилирования в световом сигналинге. Показано участие криптохромов в опосредованном синим светом автофосфорилировании. Механизмы взаимоотношения различных фоторецепторов неизвестны, хотя есть данные о прямом физическом взаимодействии между ними и общими для них партнерами, локализованными в ядре или в цитоплазме. Так, партнерами PhyA являются транскрипционный фактор bHLH-типа PIF3, цитоплазматический фитохром-связывающий белок PKS1, нуклеозид-дифосфаткиназа NDPK2. Партнером Cry2 является ядерный белок CIB1, который связывается с G-боксами в промоторах светорегулируемых генов [21]. Выяснение роли отдельных фоторецепторов в развитии растений представляет значительные трудности, в связи с тем, что некоторые фоторецепторы обладают синергичным действием, в то время как другие являются антагонистами. Совокупность имеющихся данных указывает на разнообразие и специфичность фоторецепторов у растений.

 

Световой сигналинг

“Декодирование” световых сигналов, воспринятых фоторецепторами, т.е. превращение их в биологические сигналы, осуществляется путем взаимодействия фоторецепторов с другими белками в цитозоле или в ядре. Так, известно более 20 белков, взаимодействующих с фитохромами [19]. Среди них идентифицированы белки FHY1 и FHL, стимулирующие транслокацию PhyA в ядро, регулятор ответа ARR4, который стабилизирует Pfr-форму PhyB, репрессор фотоморфогенеза COP1, действующий как Е3 убиквитинлигаза, фосфатаза 5 – PAPP5, которая дефосфорилирует Pfr-форму PhyA и PhyB и др. 

В общей форме механизм передачи световых сигналов, ведущий к репрограммированию экспрессии генов, можно представить следующим образом. Фоторецепторы связываются с негативными транскрипционными факторами типа “спиральпетляспираль”, такими как PIF3 и PIL5 (подобный PIF3), активируют убиквитилирование и тем самым способствуют расщеплению негативных транскрипционных факторов 26S протеасомами, которые действуют преимущественно на убиквитилированные белки. Фоторецепторы связываются также с белком СОР1. 

СОР1 – консервативный доменный белок, активность которого в растительных клетках коррелирует с его локализацией в цитоплазме (на свету) или в ядре (в темноте). Мишенями СОР1 у растений служат позитивные транскрипционные факторы, такие как HY5, HYH, HFR1 и LAF1, а также фоторецепторы, включая фитохром А и криптохром. СОР1 действует на позитивные светочувствительные транскрипционные факторы как Е3-убиквитинлигаза, вызывая их убиквитин-зависимое протеасомное расщепление [25]. Предполагают, что СОР1 действует в комплексе с другими белками [19]. В темноте Е3-убиквитинлигаза играет ключевую роль в подавлении фотоморфогенетического развития растений. Свет ингибирует Е3-убиквитинлигазную активность СОР1. Однако, каким образом фоторецепторы участвуют в подавлении активности СОР1, неизвестно. Доказано в опытах на дрожжах и Arabidopsis, что СОР1 взаимодействует с Cry1, но этот процесс не зависит от света [25]. Светозависимый механизм, лежащий в основе подавления активности СОР1 c участием криптохрома, неизвестен. Так как мишенями СОР1 являются транскрипционные факторы, участвующие в фотоморфогенезе, такие как HY5, HYH, LAF1 и др., а также взаимодействующие с COP1 B-box белки, такие как CONSTANS (CO), SALT TOLERANCE (STO) и его гомолог STH1, COP1 считают центральным звеном в передаче светового сигнала при развитии растений [18]. 

Наряду с транскрипционными факторами в передаче светового сигнала участвуют также регуляторы транскрипции, такие как Sig5, субъединица сигма-фактора хлоропластной РНК-полимеразы, а также протеазы FtsH. У высших растений важную роль в передаче светового сигнала и функционировании сигнальных систем играют процессы фосфорилирования/дефосфорилирования белков. Однако в деталях молекулярные механизмы передачи сигнала остаются неизвестными [9]. Световая энергия, поглощенная при фотосинтезе светособирающими антеннами, преобразуется в энергию химических связей реакционными центрами ФС I и ФС II, в которых происходит первичное накопление световой энергии в форме лабильных соединений с высоким энергетическим потенциалом. В дальнейшем в ходе реакций фотосинтеза восстанавливается НАД(Ф), образуются АТФ, углеводы и другие стабильные органические соединения.

 

РАННИЕ ИНДУЦИРУЕМЫЕ СВЕТОВЫМ СТРЕССОМ БЕЛКИ

Белки Elip

 

Elip являются интегральными белками тилакоидных мембран, широко распространенными у про- и эукариотических фотосинтезирующих организмов. Выделение Elip в нативной форме и анализ связанных с этими белками пигментов показали, что Elip могут связывать каротиноиды, хлорофилл a и лютеин [1]. Неизвестно, связывают ли Elip также хлорофилл b. Наличие Elip-подобных белков у цианобактерий и красных водорослей, которые не содержат хлорофилла b, указывает на то, что стабильность Elip может обеспечиваться одним хлорофиллом а [2].

У высших растений и зеленых водорослей (Chlamydomonas reinhardtii) Elip кодируются геномом ядра, синтезируются на цитоплазматических рибосомах и в виде предшественников поступают в хлоропласты, где подвергаются процессингу, протекающему с участием пептидазы стромы [13]. Зрелые формы Elip локализованы в тилакоидных мембранах, при этом N-конец молекул белка направлен в сторону стромы, а С-конец – в сторону люмена органелл. Скорость встраивания Elip в тилакоидные мембраны не зависит от температуры и регулируется скоростью процессинга этих белков [2]. У красных водорослей (Cyanidium caldarium и Porphyra purpurea) Elip кодируются геномами пластид, у цианобактерий (Cyanophora paradoxa и Synechococcus sp.) – геномами цианелл [26]. Гены Elip секвенированы и клонированы у многих видов растений (гороха, ячменя, бобов, табака, шпината, томатов, тополя), включая модельные растения  Arabidopsis thaliana и Oryza sativa [2, 2730]. У гороха и табака геномы содержат один ген Elip. У ячменя и Arabidopsis – два гена, кодирующих белки Elip1 и Elip2, которые несколько различаются по молекулярной массе и имеют 81.05% идентичных аминокислотных последовательностей. Геном тополя, сходный с геномом Arabidopsis, содержит три гена Elip [29]. В ядерном геноме риса обнаружены 6 локусов генов, кодирующих Elip: Elip1Elip6 [30].

Молекулярные массы предшественников Elip1 (At3g22840) и Elip2 (At4g14690) у Arabidopsis составляют, соответственно, 25.5 и 21.5 кД, молекулярные массы зрелых белков – 19.5 и 16 кД [31]. Экспрессия генов обоих белков индуцируется световым стрессом. Красный, дальний красный и синий свет позитивно регулируют экспрессию генов Elip1 и Elip2. В световом сигналинге участвуют PhyA и PhyB. Однако криптохромы и фототропины, по всей видимости, не нужны для индукции синим светом экспрессии генов обоих белков Elip. Возможно, что экспрессия генов Elip регулируется иным, неидентифицированным рецептором синего света [32]. У Arabidopsis свет высокой интенсивности изменяет экспрессию около 700 генов, включая APX2 и Elip2 [1, 7]. Тепловой шок позитивно контролирует экспрессию генов Elip1 и Elip2, но его действие не зависит от света [1]. Предполагают, что определенную роль в регуляции экспрессии генов Elip может играть редокс-состояние компонентов ЭТЦ. Активация светом высокой интенсивности промотора Elip у Arabidopsis подавлялась DCMU (3-(3,4-дихлорфенил)-1,1-диметилмочевиной), что ингибирует восстановление пула пластохинонов, и стимулировалась DBMIB (2,5-дибром-3-метил-6-изопропил-пара-бензохиноном), что ингибирует окисление пула пластохинонов [7]. 

На экспрессию генов Elip влияют также другие факторы, включая качество света, стадию развития клеток и температуру [2]. Важную роль в регуляции экспрессии генов Elip играют фитогормоны. Цитокинины, стимулирующие рост растений, негативно влияют на экспрессию генов Elip и снижают образование белков Elip на 50% при световом стрессе [33]. Абсцизовая кислота, ингибирующая рост растений в условиях светового стресса, стимулирует экспрессию генов Elip [3032]. Несмотря на сходный механизм действия, АБК и метилжасмонат оказывают на экспрессию генов Elip противоположное действие, в то время как метилжасмонат и цитокинины, антагонисты метилжасмоната, действуют сходным образом [34]. Механизмы регуляции экспрессии Elip1 и Elip2 различны. Транскрипционный фактор Hy5, непосредственно участвующий в экспрессии генов светоиндуцируемых белков, активирует световую индукцию Elip1, но не Elip2. В проростках Arabidopsis экспрессия Elip1 строго зависит от света, а транскрипты Elip2 образуются и в темноте [17]. Накопление транскриптов и белков Elip1 увеличивается почти линейно с увеличением интенсивности света и коррелирует со степенью фотоинактивации и фотоповреждения реакционных центров ФС II, деградацией белка D1 и изменениями уровня пигментов. Накопление транскриптов Elip2 наблюдается при фотоповреждении 40% реакционных центров ФС II. Экспресия гена Elip1 намного более чувствительна, чем экспрессия гена Elip2, к увеличению интенсивности света при комнатной температуре, в то время как ген Elip2 начинает повышенно экспрессироваться при 4oС даже при низкой интенсивности освещения [16, 17]. 

Гены Elip1 интенсивно экспрессируются в набухших семенах, в то время как в прорастающих зародышах наблюдается интенсивная экспрессия двух генов Elip (Elip1 и Elip2). Это позволяет предполагать, что у белков Elip1 и Elip2 разные физиологические функции [35, 36]. Конститутивная экспрессия Elip2 в листьях Arabidopsis значительно снижает содержание хлорофилла в хлоропластах и вызывает снижение уровня всех пигментов, но не изменяет состав, организацию и функционирование фотосистем [37]. 

Показано, что Elip2 действует на две важные стадии биосинтеза хлорофилла: подавляет синтез 5-аминолевулиновой кислоты и активность Мg-хелатазы. На активность феррохелатазы и синтез гема Elip2 не влияет. Освещение листьев Arabidopsis светом высокой интенсивности активирует экспрессию Elip2 более, чем в 3 раза [7]. При суперэкспрессии Elip2 содержание ряда предшественников хлорофилла (от протопорфирина IX до протохлорофиллида) сильно снижается [37]. То, что Elip2 не влияет на состав, организацию и функционирование фотосистем, предполагает связь физиологической функции этих белков с регуляцией содержания хлорофилла в тилакоидах. Подавляя синтез хлорофилла, Elip предотвращают накопление свободного хлорофилла и, следовательно, окислительный стресс [37]. Однако у двойных мутантов Arabidopsis (Elip1/Elip2) незначительно понижено содержание хлорофилла. Это означает, что инактивация обоих генов Elip существенно не влияет на предотвращение окислительного стресса и защиту от фотоингибирования и ставит под сомнение фотопротекторную функцию этих белков [16, 17].

Сообщалось, что гены Elip участвуют в опосредованном PhyB сигнальном пути, ведущем к прорастанию семян томатов [38]. Благодаря наличию Pfr, cемена томатов могут прорастать в темноте. Продолжительное освещение семян дальним красным светом подавляет этот процесс за счет превращения Pfr в Pr. Полногеномный анализ транскриптома семян томатов показал, что единственный у томатов ген Elip активируется дальним красным светом и ингибируется красным светом. Гены Elip участвуют также в прорастании семян Arabidopsis. Они функционируют после транскрипционного фактора DAG1, относящегося к Dof-семейству транскрипционных факторов, широко распространенному в растительном царстве, участвующему в регуляции жизненно важных для растений процессов. Однако Elip не являются прямыми мишенями DAG1. Молекулярные механизмы опосредованной DAG1 экспрессии генов Elip неизвестны [36]. 

Мутации генов Elip1 и Elip2 противоположным образом влияют на прорастание семян Arabidopsis. Мутации генов Elip1 замедляют прорастание, а мутации генов Elip2 значительно (до трех раз) ускоряют прорастание по сравнению с семенами растений дикого типа. Получены данные, свидетельствующие о различной регуляции светом экспрессии генов Elip в семенах. Предполагают, что регуляция Elip2 осуществляется через PhyA, в то время как регуляция Elip1  через PhyB [36]. 

На модельном растении Tortula ruralis, используемом при исследовании стресса, связанного с дефицитом воды, обнаружено, что экспрессия двух генов Elip (Elip1 и Elip2) регулируется различными абиотическими стрессами, такими как медленное обезвоживание, быстрое обезвоживание/регидратация, солевой стресс, действие АБК и интенсивное освещение [36]. 

 

Семейство белков Elip

К семейству Elip относят три группы белков, которые различаются по числу трансмембранных альфа-спиралей: односпиральные Ohp (от one helix protein); двуспиральные Sep (от stress-enhanced protein) и трехспиральные Elip [9, 39, 40].

Односпиральные белки Ohp, которые у высших растений называют также малыми Cab-подобными белками Scp (от small Cab-like protein) [39], а у цианобактерий  белками, индуцированными светом высокой интенсивности  Hlip (от high light-inducible protein) [26], содержат единственную консервативную трансмембранную спираль, которая расположена почти перпендикулярно тилакоидной мембране.

Двуспиральные белки Sep – белки, экспрессия которых усиливается при световом стрессе [31], содержат консервативную и полиморфную трансмембранные спирали, расположенные перпендикулярно тилакоидной мембране.

Трехспиральные белки Elip содержат две спирали (I и III), расположенные под углом 56° друг к другу, и короткую спираль II, почти перпендикулярную тилакоидной мембране [41]. Спирали I и III содержат консервативный хлорофилл-связывающий мотив (LHC-мотив), состоящий ~ из 25 аминокислотных остатков, и очень сходны с соответствующими участками Cab-белков, образующих периферическую светособирающую антенную систему ФС I и ФС II [31, 37].

Практически все белки, относящиеся к семейству Elip, характерны для эукариотических растительных организмов. Исключение составляют белки Hlip, гены которых первоначально были идентифицированы у цианобактерии Synechococcus PCC 7942 [26]. Гены аналогичных белков были обнаружены в геномах Synechocystis PCC 6803, Anabaena sp. PCC 7120, геноме цианелл Cyanophora paradoxa и геномах хлоропластов красных водорослей Cyanidium caldarium и Porphyra purpurea [42]. В геноме Synechocystis PCC 6803 идентифицированы 4 гена hli (hliAhliD) [15]. Все гены hli, обозначаемые также как гены scp, индуцируются светом высокой интенсивности. Содержание белков Hlip у Synechocystis РСС 6803 увеличивается в стрессовых условиях: при высокой интенсивности света, низкой температуре и дефиците питательных веществ [43]. Показано, что на экспрессию гена hliA Synechococcus особенно влияет освещение синим или УФ светом. 

Регуляция экспрессии генов гомологичных белков у других цианобактерий и красных водорослей не изучена. Hlip – мембранные белки; они связывают пигменты и, по-видимому, образуют димеры в тилакоидных мебранах [42]. Белки Hlip Synechocystis PCC 6803 обладают значительным сходством со светособирающими хлорофилл а/b-связывающими белками растений. По аминокислотной последовательности они сходны также с С-концом феррохелатазы цианобактерий и высших растений [9]. Точные функции белков Hlip неизвестны. Установлено, что Hlip связаны с ФС I. Cчитают, что основная функция этих белков состоит в стабилизации тримеров ФС I в условиях интенсивного освещения [43]. Они могут также обладать фотопротекторной функцией, участвуя в диссипации избытка энергии возбуждения [42]. Есть данные о том, что Hlip участвуют в регуляции биосинтеза тетрапирролов [9, 44]. Определенное функциональное значение может иметь также взаимодействие белков Hlip (HliA и HliB) с белком Slr1128, функции которого неизвестны [43]. 

Односпиральные белки Ohp, очень сходные с Hlip, имеются также и у высших растений. Гомолог Hlip, названный Ohp2, обнаружен у A. thaliana. Это кодируемый ядром интегральный белок тилакоидных мембран, мол. м. которого составляет 7 кД. Зрелый белок, N-конец которого находится на стромальной стороне тилакоидной мембраны, содержит 69 аминокислот. Экспрессия генов белков Ohp наблюдается только в стрессовых условиях и сходна с экспрессией цианобактериальных Hlip. Подобно Hlip цианобактерий, Ohp2 Arabidopsis связан с ФС I. Белок имеет одну трансмембранную альфа-спираль и сходен с другими светособирающими белками (Elip, Cab, PsbS), но наибольшим сходством он обладает с Hlip цианобактерий. Для цианобактериальных Hlip характерно наличие в середине единственной трансмембранной спирали домена, состоящего из 13 аминокислот, который идентичен у подавляющего большинства исследованных Hlip. Белок Oph2 Arabidopsis содержит 10 аминокислот этого домена, белки Elip и PsbS  9, а белок Lhcb1, светособирающий хлорофилл а/b-связывающий белок ФС II, – 4 [42]. Так как общепризнано, что хлоропласты высших растений произошли от цианобактерий, захваченных примитивной эукариотической клеткой, бóльшая часть генов которых в процессе эволюции была перенесена в ядро растительной клетки-хозяина, белок Oph2 Arabidopsis можно считать древнейшим белком фотосинтетического аппарата [42]. Функции большинства белков семейства Elip неизвестны. Предполагают, что эти белки участвуют не только в светосборке, но и в других, связанных с пигментами, процессах [2, 36].

 

МУЛЬТИГЕННОЕ СЕМЕЙСТВО БЕЛКОВ СВЕТОСОБИРАЮЩИХ КОМПЛЕКСОВ

 

Elip и Elip-подобные белки (Ohp/Hlip, Sep) относятся к большой группе белков светового стресса и входят в состав мультигенного суперсемейства белков светособирающих комплексов (ССК). Все члены этого мультигенного семейства содержат консервативный LHC-мотив, являющийся частью трансмембранной альфа-спирали, локализованной в тилакоидной мембране [45].

Кроме Elip, к этому суперсемейству относятся также семейства белков Cab и Cab-подобных белков, субъединицы S ФС II (PsbS) и недавно описанное семейство белков красных водорослей, подобных хлорофилл а/b-связывающим белкам, – RedCAP [46]. К мультигенному семейству ССК относят также феррохелатазу II, изоформу феррохелатазы, фермента, участвующего в биосинтезе порфиринов. Феррохелатаза II Arabidopsis имеет С-концевой домен, LHC-мотив, обладающий значительным сходством с трансмембранными спиралями Cab-белков. Гомологичный Cab-белкам С-концевой домен обнаружен также в феррохелатазе II Synechocystis. Происхождение этого домена у феррохелатаз II неизвестно [45]. По имеющимся данным Hlip и феррохелатаза выполняют различные функции, по крайней мере, в условиях интенсивного освещения [42, 43].

Белки семейства Elip близкородственны Cab-белкам, которые также имеют три трансмембранных спирали. Сравнение аминокислотных последовательностей Elip- и Cab-белков показало, что Elip содержат, по крайней мере, 4 консервативных остатка, которые участвуют в связывании хлорофилла а в Саb-белках. Однако у белков Elip взаимодействие между белками и хлорофиллом а значительно слабее, чем у белков Cab [2]. Семейство Cab состоит из 1214 собственно Cab-белков и небольшого числа родственных белков. Белки Cab, называемые также Lhc-белками, являются основными светособирающими хлорофилл а/b-связывающими белками высших растений. Поглощение света светособирающей антенной системой – самое раннее событие фотосинтеза [45]. Абсорбированная световая энергия распределяется между ФС I и ФС II путем изменения “переходных состояний” (state transitions) и избыток световой энергии рассеивается в виде тепла, чтобы избежать перевозбуждения реакционных центров. Уровень светособирающих антенных белков зависит от интенсивности света и регулируется на уровне транскрипции и/или трансляции их генов [45]. Когда растения или цианобактерии растут в условиях, при которых лимитирующим фактором является свет, бóльшая часть белков, синтезирующихся в клетке, является светособирающими белками [42]. 

Цианобактерии и красные водоросли имеют водорастворимый ССК – фикобилисомы, в которых фикобилины (фикоцианин, аллофикоцианин, фикоэритрин и др.) связаны с полипептидами антенн ковалентными связями. У высших растений и зеленых водорослей периферическая антенна состоит из нескольких (1013) гомологичных светособирающих хлорофилл а/b-связывающих белков, которые кроме хлорофилла a и хлорофилла b связывают каротиноиды – светособирающие пигменты, также участвующие в диссипации энергии при избыточном освещении [29, 30, 45]. 

Cab-белки высших растений кодируются ядерными генами Lhc, синтезируются в виде предшественников в цитозоле и поступают в хлоропласты. Транзитный пептид отщепляется в строме хлоропластов, и зрелый белок встраивается в тилакоидную мембрану. Подобно белкам Elip, Cab-белки содержат три трансмембранных спирали, причем спирали I и III очень сходны с соответствующими спиралями Elip. Так же, как спирали I и III белков Elip, они содержат консервативный LHC-мотив [37]. Трехмерная структура преобладающего белка Cab (CabII) свидетельствует о том, что три трансмембранных альфa-домена погружены в липидные бислои тилакоидных мембран [45]. Мол. м. Cab-белков  2024 кД. Гены Lhca кодируют Cab-белки, связанные с ФС I, гены Lhcb – с ФС II. Десять основных типов Cab-белков (Lhca1–Lhca4 и Lhcb1–Lhcb6) экспрессируются интенсивно, три дополнительных типа этих белков (Lhca5, Lhca6, Lhcb4.3) экспрессируются слабо или вообще не экспрессируются [29, 47]. Все Cab-белки являются компонентами антенных комплексов реакционных центров фотосистем, состоящих из белковых суъединиц, кодируемых геномами ядра и хлоропластов. Каким образом достигается согласованная экспрессия различных белковых компонентов и сохраняется необходимый баланс белков, неизвестно. Предполагают, что редокс-состояние хлоропластов индуцирует ретроградные сигналы, поступающие из хлоропластов в ядро, изменяя экспрессию генов белков Cab [29, 48, 49].

Cab-белки были предметом многих исследований, выяснявших их структуру, способность связывать хромофоры, участие в переносе энергии между фотосистемами, а также в сборке мультимерных комплексов (LHCI/LHCII) и фотосистем [29]. Появление антенных белков фотосинтеза, состоящих из светособирающих хлорофилл а/b-связывающих белков нового типа, явилось важной ступенью эволюции. Все высшие растения и зеленые водоросли, а также ряд других типов водорослей имеют такой тип организации антенной системы [42]. По сравнению с фикобилисомами, не обладающими функцией диссипации энергии, Cab-белки являются значительно более совершенными светособирающими белками. Они выполняют двойную функцию, осуществляя диссипацию энергии и перенос энергии между фотосистемами. Экспрессия генов, кодирующих белки Cab, регулируется, в первую очередь, интенсивностью и качеством света на транскрипционном уровне, а уровни мРНК белков Cab подвержены четким циркадным колебаниям. Гены Lhc наиболее интенсивно экспрессируются тогда, когда светосборка ограничивает рост растений, т.е. при свете низкой интенсивности. Уровень экспрессии генов Lhc очень высок в листьях и низок (или вообще отсутствует) в незеленых тканях. Так как потребность в эффективной светосборке ниже в условиях высокой интенсивности света, экспрессия генов Lhc в этих условиях подавляется. 

Предполагают, что Cab-белки высших растений возникли в процессе эволюции из предсуществующих белков со сходными свойствами. Так как Cab-белки красных водорослей связаны с ФС I, возможно, что Cab-белки высших растений также возникли как хлорофилл а/b-связывающие белки, ассоциированные с ФС I [42]. Наиболее вероятными предками Cab-белков считают цианобактериальные белки Hlip. 

Среди семейств, относящихся к мультигенному суперсемейству ССК, только члены семейства PsbS являются четырехспиральными белками, у которых консервативные спирали I и III расположены под углом 56° друг к другу, а спирали II и IV почти перпендикулярны тилакоидной мембране [50]. Дополнительная спираль, гомологичная спирали II Cab-белков, находится на N-конце белковых молекул. PsbS – структурный компонент (субъединица) ФС II. Доказано, что этот белок участвует в процессах, связанных с толерантностью растений к стрессам, а именно, в нефотохимическом тушении [44]. У Arabidopsis идентифицирован один локус (AT1G44575), кодирующий PsbS, у риса  два локуса (LOC_Os01g64960 и LOC_Os04g59440), кодирующих PsbS1 и PsbS2. Таким образом, у риса, геном которого сходен с геномом Arabidopsis, есть дополнительный механизм нефотохимического тушения [30]. Гены psbS экспрессируются одновременно с генами других членов мультигенного семейства ССК, что указывает на функциональное сходство этих белков. Синий, красный и дальний красный свет индуцируют экспрессию PsbS. Эта светоиндуцируемая экспрессия зависит от фитохромов и Сry1. При освещении Arabidopsis дальним красным светом экспрессия PsbS зависит от транскрипционного фактора FIN5. На синем свету экспрессия PsbS индуцируется транскрипционным фактором BIT1, который функционирует после Сry1 [51]. Свет по-разному влияет на экспрессию генов PsbS и халконсинтазы, участвующей в биосинтезе фенилпропаноидов, и связанной, подобно PsbS, c толерантностью пластид к стрессам. FIN5 одинаково важен для экспрессии PsbS и халконсинтазы. BIT1 более важен для экспрессии PsbS, чем для экспрессии халконсинтазы. У end-мутантов (enhanced deetiolation mutants) Arabidopsis экспрессия PsbS подавлена в большей степени, чем экспрессия халконсинтазы [51]. 

Таким образом, в мультигенное семейство ССК входят многочисленные белки, содержащие от одной до четырех трансмембранных спиралей, обладающие различными функциями. У Arabidopsis идентифицировано 30 генов, кодирующих белки мультигенного семейства LHC; в геноме тополя  39 [44]. Так как геномы Arabidopsis и тополя сходны, у большинства генов Arabidopsis есть ортологи в геноме тополя (таблица). 

Несмотря на значительное сходство геномов Arabidopsis и тополя, между ними существуют различия. Так, некоторые белки кодируются одним геном у Arabidopsis (Lhca1, Lhca2, Lhcb3, Lhcb6, SEP1, SEP2 и OHP2), в то время как у тополя они кодируются двумя очень сходными с генами Arabidopsis. Белки Elip кодируются двумя генами у Arabidopsis и тремя генами у тополя, белок Lhcb1 кодируется пятью генами у Arabidopsis и четырьмя генами у тополя и т.д. [44]. 

 

Эволюция семейства белков LHC

Эволюция этого сложного мультигенного семейства остается неясной. Предлагались различные схемы возможного происхождения белков суперсемейства LHC. В большинстве из них постулировалось прямое происхождение этих белков от цианобактериальных Hlip путем ряда слияний и делеций генов [53]. Согласно одной из схем, в процессе эволюции из Hlip образовались двуспиральные белки, от которых путем внутренней дупликации генов произошли четырехспиральные белки, подобные PsbS. Четвертая трансмембранная спираль была утрачена и возникли трехспиральные белки типа Elip и Cab-белков высших растений. Доказательством того, что в эволюции белков мультигенного семейства ССК имела место внутренняя дупликация генов, служит значительное сходство I и III трансмембранных спиралей белков Elip, Cab и PsbS [39]. Высказывалось также предположение, что предком белков суперсемейства ССК мог быть четырехспиральный интермедиат, сходный с PsbS. 

Поиск Cab-подобных последовательностей в секвенированных геномах 12 фотосинтезирующих эукариот, относящихся к разным систематическим группам, позволил создать новую гипотезу эволюции белков суперсемейства ССК [46]. Были изучены глаукофиты Cyanophora и Glaucocystis, красные водоросли и диатомеи Galdieria, Cyanidioschyzon, Phaeodactylum и Thalassiosira, зеленые водоросли Chlamydomonas и Ostreococcus, высшие растения Physcomitrella, Pinus, Arabidopsis и Oryza, а также цианобактерии Gloeobacter, Anabaena и Synechocystis. Новизна предложенной модели состоит в том, что предполагается независимое происхождение семейств PsbS и Cab-белков от цианобактериальных Hlip путем двух независимых внутренних дупликаций генов [46]. Весьма вероятно, что промежуточным звеном при эволюции древних Hlip к их трехспиральным, подобным Cab-белкам, и четырехспиральным, подобным PsbS, потомкам, являлись двуспиральные белки Sep. Это предположение подтверждается широким распространением Sep среди фотосинтезирующих эукариот, их отсутствием у цианобактерий, наличием консервативных хлорофилл-связывающих мотивов и консервативной вторичной структурой этих белков. Sep, подобно Ohp, обнаружены у красных водорослей и глаукофитов, что указывает на их раннее происхождение в эволюции. Эти белки могут быть важным, ранее отсутствовавшим звеном в эволюции белков суперсемейства LHC. Elip, по всей видимости, не являются предками ни PsbS, ни Cab-белков и, возможно, возникли у фотосинтезирующих эукариот независимо [46]. Все члены мультигенного семейства белков LHC характеризуются высокими уровнями экспрессии при различных стрессовых условиях. Это может означать, что у них не только общий путь эволюции, но имеется и определенное функциональное сходство, возможно, связанное с защитой от стресса [43]. 

 

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

 

Свет служит источником энергии при фотосинтезе и активным морфогенным сигналом, который регулирует рост и развитие растений на протяжении всего жизненного цикла. Световой сигнал влияет на экспрессию генов, связанных с прорастанием семян, деэтиоляцией и фотоморфогенезом проростков, фототропизмом, гравитропизмом, движением хлоропластов, избеганием тени, циркадным ритмом и индукцией цветения, вызывая изменения экспрессии сотен (тысяч) ядерных генов, кодирующих белки, локализованные в разных компартментах растительной клетки. Экспрессия этих многочисленных генов индуцируется или подавляется в ответ на изменения качества, интенсивности света, а также режимов освещения (темнота/свет) [21]. Среди многочисленных факторов окружающей среды, постоянно действующих на растения, свет  один из важнейших. Являясь основным регулятором связанных с хлоропластами ядерных генов, регулируя биосинтез хлорофилла с помощью светозависимых ферментов, свет оказывает огромное влияние на биогенез и функционирование этих важнейших органелл растительной клетки. Исследование транскриптома Arabidopsis с помощью техники генных чипов показало, что свет изменяет экспрессию 6424 генов в 2 и более раз [51]. В двухнедельных проростках риса, выращенных на свету, обнаружено 365 генов, экспрессия которых увеличивалась в 8 и более раз по сравнению с экспрессией тех же генов у проростков, выращенных в темноте [54]. Среди многочисленных сигнальных путей, функционирующих в растительных клетках, световой сигналинг – наиболее сложный, регулирующий экспрессию около 20% генов модельных растений Arabidopsis и риса. 

За последние два десятилетия в исследованиях светового сигналинга достигнуты большие успехи. Установлено, что свет индуцирует существенное репрограммирование транскрипции у растений и что среди ранних светочувствительных генов значительную часть составляют гены транскрипционных факторов. Экспрессия транскрипционных факторов осуществляется по принципу “газтормоз”: свет индуцирует транскрипционные факторы, которые временно экспрессируются, а затем подвергаются протеолизу [55]. Более 40 и 25% генов, чувствительных к раннему световому сигналу (1 ч освещения дальним красным и красным светом соответственно), кодируют разные типы транскрипционных факторов. Полногеномный анализ транскриптома проростков Arabidopsis, освещенных в течение часа синим светом, выявил 64 ранних светочувствительных гена [21]. Традиционные генетические и молекулярно-биологические подходы привели к обнаружению фоторецепторов и сигнальных компонентов, которые функционируют не только у растений, но и у млекопитающих [21]. Были идентифицированы ранее неизвестные фоторецепторы, ряд транскрипционных факторов, таких как HY5 (белок 1), связанный с циркадными ритмами (CCA1 от CIRCADIAN CLOCK-ASSOCIATED PROTEIN1), и белок, участвующий в поздних стадиях удлинения гипокотиля (LHY от LATE ELONGATED HYPOCOTYL), функционирующих на ранних стадиях освещения (в течение первого часа). Кроме них были идентифицированы сопутствующие белки, такие как B-box белок BBX32, шапероны, киназы, фосфатазы, белки, участвующие в протеолизе, и др., влияющие на функционирование транскрипционных факторов и изменяющие экспрессию светорегулируемых генов на ранних стадиях передачи светового сигнала [21, 55]. 

Однако, несмотря на впечатляющие успехи в исследовании световых сигнальных путей, детали процессов, происходящих после восприятия фотонов фоторецепторами, остаются невыясненными. Неизвестны прямые мишени большинства транскрипционных факторов, все компоненты и иерархическая структура сигнальных путей, ведущих к изменению экспрессии ядерных генов, которые регулируются светом. Установлено, что на световой сигналинг влияют компоненты других сигнальных путей. Так, показано влияние ретроградных (пластидных) сигналов, которые регулируют компоненты светового сигналинга и функционируют после восприятия светового сигнала [56]. 

Наряду с гормонами и органоспецифичными сигналами, пластидные сигналы служат основными регуляторами светового сигналинга у Arabidopsis [51]. Получены экспериментальные данные, свидетельствующие о взаимосвязи сигнальных, метаболических и транскрипционных путей в растительных клетках. Например, транскрипционные факторы CCA1 и LHY, участвующие в световом сигналинге, являются также компонентами циркадных часов растений [18]. Взаимосвязаны фотодыхание, ассимиляция аммиака и нитратов и световые реакции фотосинтеза. Метилэритритолфосфатный путь, играющий важную роль в метаболизме, конечные продукты которого  изопентенилпирофосфат и диметилаллилпирофосфат, используются для синтеза изопреноидов (таких, как изопрен), каротиноидов, пластохинонов, конъюгатов фитола (таких, как хлорофиллы и токоферолы) и гормонов (таких, как гиббереллины и абсцизовая кислота), связан со световым сигналингом. Так, биосинтез каротиноидов, АБК, хлорофилла и токоферола происходит при участии светочувствительных генов [54]. Однако неизвестно, каким образом осуществляется взаимосвязь различных сигнальных, метаболических и транскрипционных путей и какие точки интеграции существуют между ними. 

Хотя свет является основным источником стрессового повреждения растительной клетки, очень мало известно о сигнальных путях, функционирующих в условиях светового стресса, и механизмах акклиматизации растений к свету высокой интенсивности. Основной мишенью светового стресса в зеленых тканях растений является хлоропласт, но и на другие компартменты клетки световой стресс оказывает большое влияние, главным образом, благодаря фотоокислительному повреждению. Показано, что сигнальный путь SAL1-PAP в условиях светового стресса участвует в регуляции генов аскорбатпероксидазы цитоплазмы APX2 и Elip2, а также в ответной реакции Arabidopsis на засуху. Существуют данные о сходстве ответных реакций растений на световой стресс и другие виды абиотических стрессов [8]. Эти экспериментальные данные подтверждают связь многочисленных сигнальных путей, функционирующих в растительной клетке, со световым сигналингом. Комплексные методические подходы, интенсивно развивающиеся в последние годы, позволят понять механизмы светозависимой регуляции транскрипции, связь светового сигналинга с многочисленными сигнальными и метаболическими путями, функционирующими в растительной клетке, и выяснить молекулярные механизмы адаптации растений к постоянно меняющимся условиям окружающей среды.

Работа поддержана Программой Президиума РАН “Молекулярная и клеточная биология” и Российским фондом фундаментальных исследований (проект № 13-04-00533). 

 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Harari-Steinberg O., Ohad I., Chamovitz D.A. Dissection of the light signal transduction pathways regulating the two Early Light-Induced Protein genes in Arabidopsis // Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 986–997.

2. Adamska I. ELIPs: light-induced stress proteins // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 798–805. 

3. Карапетян Н.В. Нефотохимическое тушение флуоресценции у цианобактерий // Биохимия. 2007. Т. 72. С. 1385–1395. 

4. Kleine T., Kindgren P., Benedict C., Hendrickson L., Strand A. Genome-wide gene expression analysis reveals a critical role for CRYPTOCHROME1 in the response of Arabidopsis to high irradiance // Plant Physiol. 2007. V. 127. P. 1391–1406.

5. Karapetyan N.V. Protective dissipation of excess absorbed energy by photosynthetic apparatus of cyanobacteria: role of antenna terminal emitters // Photosynth. Res. 2008. V. 7. P. 195–204.

6. Dunaeva M., Adamska I. Identification of genes expressed in response to light stress in leaves of Arabidopsis thaliana using RNA differential display // Eur. J. Biochem. 2001. V. 268. P. 5521–5529.

7. Kimura M., Manabe K., Abe T., Yoshida S., Matsui M., Yamamoto Y.Y. Analysis of hydrogen peroxide-independent expression of the high-light-inducible ELIP2 gene with the aid of the ELIP2 promoter-luciferase fusions // Photochem. Photobiol. 2003. V. 77. P. 668–674.

8. Estavillo G.M., Crisp P.A., Pornsiriwong W., Wirtz M., Collinge D., Carrie C., Giraud E., Whelan J., David P., Javot H., Brearley C., Hell R., Marin E., Pogson B.J. Evidence for a SAL1-PAP chloroplast retrograde pathway that functions in drought and high light signaling in Arabidopsis // Plant Cell. 2011. V. 23. P. 3992–4012.

9. Muramatsu M., Hihara Y. Acclimation to high-light conditions in cyanobacteria: from gene expression to physiological responses // J. Plant Res. 2012. V. 125. P. 11–39.

10. Baena-González E., Baginsky S., Mulo P., Summer H., Aro E.M., Link G. Chloroplast transcription at different light intensities. Glutathione-mediated phosphorylation of the major RNA polymerase involved in redox-regulated organellar gene expression // Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 1044–1052.

11. Wang Q., Jantaro S., Lu B., Majeed W., Bailey M., He Q. The high light-inducible polypeptides stabilize trimeric photosystem I complex under high light conditions in Synechocystis PCC 6803 // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 1239–1250.

12. Wetzel C.M., Harmacek L.D., Yuan L.H., Wopereis J.L., Chubb R., Turini P. Loss of chloroplast protease SPPA function alters high light acclimation processes in Arabidopsis thaliana L. (Heynh.) // J. Exp. Bot. 2009. V. 60. P. 1715–1727.

13. Kruse E., Kloppstech K. Integration of early light-inducible proteins into isolated thylakoid membranes // Eur. J. Biochem. 1992. V. 208. P. 195–202.

14. Montané M.H., Kloppstech K. The family of light-harvesting-related proteins (LHCs, ELIPs, HLIPs): was the harvesting of light their primary function? // Gene. 2000. V. 258. P. 1–8.

15. Heddad M., Norén H., Reiser V., Dunaeva M., Andersson B., Adamska I. Differential expression and localization of early light-induced proteins in Arabidopsis // Plant Physiol. 2006. V. 142. P. 75–87.

16. Rossini S., Casazza A.P., Engelmann E.C., Havaux M., Jennings R.C., Soave C. Suppression of both ELIP1 and ELIP2 in Arabidopsis does not affect tolerance to photoinhibition and photooxidative stress // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 1264–1273.

17. Casazza A.P., Rossini S., Rosso M.G., Soave C. Mutational and expression analysis of ELIP1 and ELIP2 in Arabidopsis thaliana // Plant Mol. Biol. 2005. V. 58. P. 41–51.

18. Holtan H.E., Bandong S., Marion C.M., Adam L., Tiwari S., Shen Y., Maloof J.N., Maszle D.R., Ohto M.A., Preuss S., Meister R., Petracek M., Repetti P.P., Reuber T.L., Ratcliffe O.J., Khanna R. BBX32, an Arabidopsis B-box protein, functions in light signaling by suppresing HY5-regulated gene expression and interacting with STH2/BBX21 // Plant Physiol. 2011. V. 156. P. 2109–2123.

19. Bae G., Choi G. Decoding of light signals by plant phytochromes and their interacting proteins // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P. 281–311.

20. Ito S., Song Y.H., Imaizumi T. LOV domain-containing F-box proteins: light-dependent protein degradation modules in Arabidopsis // Mol. Plant. 2012. V. 5. P. 573–582.

21. Chory J. Light signal transduction: an infinite spectrum of possibilities // Plant J. 2010. V. 61. P. 982–991.

22. Goh C.H. Phototropins and chloroplast activity in plant blue light signaling // Plant Signal Behav. 2009. V. 4. P. 693–695.

23. Łabuz J., Sztatelman O., Banaś A.K., Gabryś H. The expression of phototropins in Arabidopsis leaves: developmental and light regulation // J. Exp. Bot. 2012. V. 63. P. 1763–1771.

24. Peschke F., Kretsch T. Genome-wide analysis of light-dependent transcript accumulation patterns during early stages of Arabidopsis seedling deetiolation // Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 1353–1366.

25. Yi C., Deng X.W. COP1  from plant photomorphogenesis to mammalian tumorigenesis // Trends Cell Biol. 2005. V. 15. P. 618–625.

26. Dolganov N.A., Bhaya D., Grossman A.R. Cyanobacterial protein with similarity to the chlorophyll a/b binding proteins of higher plants: evolution and regulation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 636–640.

27. Kimura M., Yoshizumi T., Manabe K., Yamamoto Y.Y., Matsui M. Arabidopsis transcriptional regulation by light stress via hydrogen peroxide-dependent and -independent pathways // Genes Cells. 2001. V. 6. P. 607–617.

28. Bruno A.K., Wetzel C.M. The early light-inducible protein (ELIP) gene is expressed during the chloroplast-to-chromoplast transition in ripening tomato fruit // Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 2541–2548.

29. Klimmek F., Sjödin A., Noutsos C., Leister D., Jansson S. Abundantly and rarely expressed Lhc protein genes exhibit distinct regulation patterns in plants // Plant Physiol. 2006. V. 140. P. 793–804.

30. Umate P. Genome-wide analysis of the family of light-harvesting chlorophyll a/b-binding proteins in Arabidopsis and rice // Plant Signal Behav. 2010. V. 5. P. 1537-1542.

31. Heddad M., Adamska I. Light stress-regulated two-helix proteins in Arabidopsis thaliana related to the chlorophyll a/b-binding gene family // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 3741–3746.

32. Adamska I., Ohad I., Kloppstech K. Synthesis of the early light-inducible protein is controlled by blue light and related to light stress // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 2610–2613.

33. Pötter E., Kloppstech K. Effects of light stress on the expression of early light-inducible proteins in barley // Eur. J. Biochem. 1993. V. 214. P. 779–786.

34. Wierstra I., Kloppstech K. Differential effects of methyl jasmonate on the expression of the early light-inducible proteins and other light-regulated genes in barley // Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 833–844.

35. Осипенкова О.В., Одинцова М.С., Юрина Н.П. Влияние световой, гормональной и углеводной сигнальных систем на экспрессию генов ELIP у gun-мутантов Arabidopsis thaliana // Прикл. биохимия и микробиология. 2010. Т. 46. С. 363–371.

36. Rizza A., Boccaccini A., Lopez-Vidriero I., Costantino P., Vittorioso P. Inactivation of the ELIP1 and ELIP2 genes affects Arabidopsis seed germination // New Phytol. 2011. V. 190. P. 896–905.

37. Tzvetkova-Chevolleau T., Franck F., Alawady A.E., Dall'Osto L., Carrière F., Bassi R., Grimm B., Nussaume L., Havaux M. The light stress-induced protein ELIP2 is a regulator of chlorophyll synthesis in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2007. V. 50. P. 795–809.

38. Auge G.A., Perelman S., Crocco C.D., Sánchez R.A., Botto J.F. Gene expression analysis of light-modulated germination in tomato seeds // New Phytol. 2009. V. 183. P. 301–314.

39. Adamska I. The ELIP family of stress proteins in the thylakoid membranes of pro- and eukaryota // Regulation of Photosynthesis / Eds. Aro E.M., Andersson B. Dordrecht: Kluwer, 2001. P. 487–505.

40. Andersson U., Heddad M., Adamska I. Light stress-induced one-helix protein of the chlorophyll a/b-binding family associated with photosystem I // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 811–820.

41. Green B.R., Kühlbrandt W.O. Sequence conservation of light-harvesting and stress-response proteins in relation to the three-dimensional molecular structure of LHCII // Photosynth. Res. 1995. V. 44. P. 139–148.

42. Jansson S., Andersson J., Kim S.J., Jackowski G.О. An Arabidopsis thaliana protein homologous to cyanobacterial high-light-inducible proteins // Plant Mol. Biol. 2000. V. 42. P. 345–351.

43. Wang Q., Jantaro S., Lu B., Majeed W., Bailey M., He Q. The high light-inducible polypeptides stabilize trimeric photosystem I complex under high light conditions in Synechocystis PCC 6803 // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 1239–1250.

44. Kilian O., Steunou A.S., Grossman A.R., Bhaya D.A. Novel two domain-fusion protein in cyanobacteria with similarity to the CAB/ELIP/HLIP superfamily: evolutionary implications and regulation // Mol. Plant. 2008. V. 1. P. 155–166.

45. Teramoto H., Itoh T., Ono T.A. High-intensity-light-dependent and transient expression of new genes encoding distant relatives of light-harvesting chlorophyll-a/b proteins in Chlamydomonas reinhardtii // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45. P. 1221–1232.

46. Engelken J., Brinkmann H., Adamska I. Taxonomic distribution and origins of the extended LHC (Light-Harvesting Complex) antenna protein superfamily // BMC Evol. Biol. 2010. V. 10. P. 233–248.

47. Jansson S., Pichersky E., Bassi R., Green B.R., Ikeuchi M., Melis A., Simpson D.J., Spangfort M., Staehelin L.A., Thornber J.P. A nomenclature for the genes encoding the chlorophyll a/b-binding proteins of higher plants // Plant Mol. Biol. Rep. 1992. V. 10. P. 242–253.

48. Юрина Н.П., Одинцова М.С. Сигнальные системы растений: пластидные сигналы и их роль в экспрессии ядерных генов // Физиология растений. 2007. Т. 54. С. 485–498.

49. Yurina N., Odintsova M. Plant organelles-to-nucleus retrograde signaling // Abiotic Stress Response in Plants  Physiological, Biochemical and Genetic Perspectives / Eds. Shanker A.K., Venkateswarlu B. Rijeka: INTECH, 2011. Р. 55–74.

50. Funk C., Adamska I., Green B.R., Andersson B., Renger G. The nuclear-encoded chlorophyll-binding photosystem II-S protein is stable in the absence of pigments // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 30 141–30 147.

51. Ruckle M.E., Burgoon L.D., Lawrence L.A., Sinkler C.A., Larkin R.M. Plastids are major regulators of light signaling in Arabidopsis // Plant Physiol. 2012. V. 159. P. 366–390.

52. Jansson S. A guide to the Lhc genes and their relatives in Arabidopsis // Trends Plant Sci. 1999. V. 4. P. 236–240.

53. Heddad M., Adamska I. The evolution of light stress proteins in photosynthetic organisms // Comp. Funct. Genom. 2002. V. 3. P. 504–510.

54. Jung K.H., Lee J., Dardick C., Seo Y.S., Cao P., Canlas P., Phetsom J., Xu X., Ouyang S., An K., Cho Y.J., Lee G.C., Lee Y., An G., Ronald P.C. Identification and functional analysis of light-responsive unique genes and gene family members in rice // PLoS Genet. 2008. V. 4. № 8. P. e1000164.

55. Jiao Y., Lau O.S., Deng X.W. Light-regulation transcriptional networks in higher plants // Nat. Rev. Genet. 2007. V. 8. P. 217–230.

56. Юрина Н.П., Осипенкова О.В., Одинцова М.С. Тетрапирролы высших растений: биосинтез, его регуляция и их роль в передаче ретроградных сигналов // Физиология растений. 2012. Т. 59. С. 3–16.