УДК 581.1

ВЛИЯНИЕ АБК НА СОДЕРЖАНИЕ ПРОЛИНА, ПОЛИАМИНОВ И ЦИТОКИНИНОВ В РАСТЕНИЯХ ХРУСТАЛЬНОЙ ТРАВКИ ПРИ СОЛЕВОМ СТРЕССЕ

© 2013 г. Н. И. Шевякова*, Л. И. Мусатенко**, Л. А. Стеценко*, В. Ю. Ракитин*,

Н. П. Веденичева**, Вл. В. Кузнецов*

*Федеральное государственное бюджетное учреждение науки 

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН, Москва

**Институт ботаники им. Н.Г. Холодного НАН Украины, Киев

Поступила в редакцию 28.12.2012 г.

Исследовали влияние экзогенной АБК на содержание пролина, полиаминов (ПА) и цитокининов (ЦК) у факультативного галофита хрустальной травки (Mesembryanthemum crystallinum L.) при солевом стрессе. Растения в возрасте 6 недель, выращенные в камере фитотрона на питательной среде Джонсона, подвергали засолению в течение 6 суток одноразовым внесением NaCl. Ежедневно в первые три дня засоления в каждом варианте половину растений на 30 мин помещали в питательную среду, содержавшую 0, 100 или 300 мМ NaCl с добавлением АБК до концентрации 1 мкМ. Засоление тормозило накопление биомассы растений, снижало оводненность тканей и содержание хлорофилла. Это сопровождалось повышением в листьях уровней МДА, пролина и ионов натрия. АБК в условиях засоления способствовала аккумуляции биомассы и сохранению фотосинтетических пигментов, снижала интенсивность окислительного стресса и уровень индуцированной NaCl аккумуляции пролина. Обработка АБК увеличивала содержание путресцина (Пут) и спермидина (Спд) в листьях и корнях незасоленных растений, в присутствии 100 мМ NaCl уменьшала потери Пут в листьях и корнях и Спд в корнях, а при 300 мМ NaCl ингибировала аккумуляцию кадаверина (Кад) в корнях. Действие АБК в присутствии NaCl проявилось в снижении содержания зеатина, зеатинрибозида и повышении уровня зеатин-О-глюкозида в корнях, а изопентениладенозина и изопентениладенина в листьях. Полученные данные свидетельствует о том, что протекторная роль АБК в условиях засоления может быть реализована за счет снижения окислительного стресса (уменьшения уровня МДА) через регуляцию метаболизма ПА, пролина и ЦК, имеющих большое значение в процессе адаптации растений к повреждающим факторам.

----------------------------

Сокращения: Кад – кадаверин, ПА – полиамины, ПДГ – пролиндегидрогеназа, Пут – путресцин, Спд – спермидин, Спм – спермин, ЦК – цитокинины, iPa – изопентениладенозин, iP – изопентениладенин, Z – зеатин, ZG – зеатин-О-глюкозид, ZR  зеатинрибозид.

Адрес для корреспонденции: Стеценко Лариса Алексеевна. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН. Факс: 007 (499) 977-80-18; электронная почта: larstet@mail.ru

 Ключевые слова: Mesembryanthemum crystallinum – цитокинины – абсцизовая кислота – полиамины – пролин – солевой стресс

 

ВВЕДЕНИЕ

Изучение солеустойчивости является одной из актуальных задач современной физиологии растений, поскольку площади засоленных территорий прогрессивно возрастают в связи с аридизацией почвы, вызываемой как природными, так и антропогенными причинами, и потеплением климата, а также с техногенным давлением человека на окружающую среду, что отрицательно влияет на продуктивность и стабильность агро- и фитоценозов. В основе солеустойчивости растений лежат физиологические и биохимические механизмы, связанные с регуляцией ионного гомеостаза, аккумуляцией в клетках совместимых осмолитов, антиоксидантных соединений и макромолекул с защитными функциями [13].

По отношению к солям все растения условно подразделяют на две группы: гликофиты, растения произрастающие на незасоленных почвах, и галофиты, способные завершать онтогенез на почвах с относительно высокими концентрациями солей [4, 5]. Изучение механизмов адаптации обеих групп растений к засолению весьма важно для решения фундаментальных проблем и прикладных задач. Особый интерес представляют факультативные галофиты, которые могут расти в условиях как низкого, так и высокого засоления почв. Классическим модельным объектом подобного вида растений является факультативный галофит хрустальная травка (Mesembryanthemum crystallinum), способная переходить с С3-типа на водосберегающий САМ-тип фотосинтеза. Причем этот переход находится под стрессорным и онтогенетическим контролем [2, 4].

Важную роль в адаптации к условиям засоления играют гормоны, в частности АБК, концентрация которой у многих видов растений возрастает в ответ на дегидратацию. Было показано, что при засолении транзиторно повышалась концентрация АБК в ростовых зонах растений ячменя [6]. У хрустальной травки наблюдалось повышение содержания АБК в листьях в течение 5 суток засоления (400 мМ NaCl), после чего уровень АБК снижался до исходных значений. При этом экзогенная АБК ускоряла формирование САМ-типа фотосинтеза [4]. Закрывание устьиц, которое является одной из наиболее быстрых реакций растения на осмотический стресс, непосредственно связано с АБК, участвующей в межорганной трансдукции сигнала водного дефицита [2, 7]. В качестве показателя интенсивности водного стресса может служить содержание в растении аминокислоты пролина, обладающей осморегуляторным и стресс-протекторным действием [1]. Показано, что у арабидопсиса при солевом стрессе АБК регулирует экспрессию двух генов ключевого фермента синтеза пролина  пирролин-5-карбоксилатсинтазы [8].

Для выяснения роли АБК при стрессе зачастую изучают ответ растения на действие экзогенного гормона. Установлено, что обработка АБК листьев арабидопсиса [9], проростков риса [10] или корней фасоли [11] повышала устойчивость растений к солевому стрессу. Показано также, что при действии экзогенной АБК у многих генов, отвечающих за адаптацию к засухе, засолению и низкотемпературному стрессу, изменялся уровень экспрессии в оптимальных условиях произрастания растений [12]. 

Если сигнальная роль АБК при водном дефиците в настоящее время ни у кого не вызывает сомнений, то роль цитокининов (ЦК) при стрессе не установлена. ЦК контролируют морфогенез растений, активируют синтез РНК и белков, задерживают процессы старения, совместно с ауксинами стимулируют деление клеток [13, 14]. Растения содержат множество различных форм ЦК, которые подразделяют на ЦК зеатинового (Z-тип) и изопентенильного ряда (iP-тип) [15]. ЦК синтезируются в корнях и листьях и транспортируются по ксилеме и флоэме, создавая определенный градиент концентраций вдоль вертикальной оси растения и, тем самым, передавая информацию по всему организму [14]. При стрессе происходят изменения в содержании отдельных форм ЦК. Так, в корнях кукурузы при действии NaCl содержание зеатинрибозида (ZR) значительно увеличивалось, а зеатина (Z) – снижалось, тогда как у гороха происходило увеличение содержания изопентенильных форм ЦК [16]. В листьях томата при засолении на фоне суммарного снижения концентрации ЦК наиболее выражено было изменение уровня ZR [17]. 

Среди многих вторичных мессенджеров, участвующих в трансдукции гормональных сигналов, особое внимание уделяется полиаминам (ПА) – универсальным органическим поликатионам с высокой биологической активностью, которые наряду с фитогормонами способны включаться в инициацию деления и растяжения клеток, морфогенез и цветение [2]. Синтез ПА, очевидно, находится под гормональным контролем. Были получены прямые доказательства вовлечения АБК-зависимого сигнального пути в регуляцию транскрипции генов метаболизма ПА у растения Arabidopsis thaliana при водном дефиците [18]. Растения M. crystallinum способны накапливать в стрессовых условиях алифатические ПА путресцинового ряда, а также редко встречающийся диамин кадаверин (Кад) [19]. Исследование влияния засоления на уровень гормонов и ПА у типичного гликофита Phaseolus vulgaris и факультативного галофита M. crystallinum выявило стресс-зависимые различия в изменении содержания этих метаболитов. Так, у солечувствительного вида P. vulgaris при действии 100 мМ NaCl в листьях возрастало содержание АБК и ПА, а также обнаруживалась положительная корреляция между содержанием АБК и уровнем диамина Кад [20]. Напротив, в листьях растений M. crystallinum при засолении (400 мМ NaCl) происходило кратковременное увеличение содержания АБК с одновременным снижением содержания путресцина (Пут), спермидина (Спд) и увеличением уровня спермина (Спм), а также обнаружено накопление ИУК и ЦК [21, 22]. Однако вопрос о том, вовлекается ли АБК в регуляцию содержания ЦК и ПА у галофитов при солевом стрессе, остается открытым. 

Цель работы заключалась в исследовании участия АБК в адаптации хрустальной травки к засолению NaCl, в частности, в ослаблении эффекта окислительного стресса посредством регуляции содержания протекторных соединений  ПА, пролина и фитогормонов цитокининового ряда.

 

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Семена Mesembryanthemum crystallinum L. проращивали во влажном перлите, который смачивали разбавленной в 2 раза питательной средой Джонсона в модификации Winter и Holtum [23].

Проростки в возрасте 2 недель рассаживали по одному в сосуды с 0.5 л питательной среды Джонсона нормальной концентрации и выращивали при барботировании воздухом (50 мл/мин) в фитотроне при 12-часовом фотопериоде (натриевые лампы Reflax-250, Россия), освещенности 200210 мкЕ/(м2 с), температуре воздуха 23 ± 1/15 ± 1°C (день/ночь) и относительной влажности воздуха 55/70% (день/ночь). Питательную среду в сосудах меняли каждые 56 суток.

В возрасте 6 недель (ювенильная фаза, до образования боковых побегов) часть растений подвергали засолению одноразовым внесением NaCl в среду до концентраций 100 и 300 мМ. В первые три дня засоления растения ежедневно на 30 мин помещали в 200 мл питательной среды, содержавшей 0, 100 или 300 мМ NaCl с добавлением АБК до концентрации 1 мкМ (2-цис,4-транс-АБК, “Aldrich Chem. Co.”, США). Первую обработку АБК проводили через 1 ч после начала засоления. После обработки корневую систему ополаскивали в 200 мл соответствующей среды и продолжали выращивать растения в тех же условиях, при которых они находились до обработки АБК.

Общая продолжительность выращивания растений в указанных выше условиях составляла 6 суток. После окончания эксперимента определяли биомассу растений, содержание хлорофилла и ионов Na+ в листьях; образцы листьев и корней фиксировали в жидком азоте и хранили при температуре -70°С до проведения биохимических анализов.

Содержание Na+ в водных экстрактах листьев определяли на пламенно-фотометрическом жидкостном анализаторе (ПАЖ-2, Россия).

Содержание хлорофиллов (a, b) определяли по методу Lichtenthaler [24].

Содержание малонового диальдегида (МДА) как показателя перекисного окисления липидов (ПОЛ) определяли по методу Heath и Parker [25].

Содержание пролина определяли по методу Bates с соавт. [26]. Активность пролиндегидрогеназы (ПДГ) оценивали по методу Mattioni [27]. Свободные ПА определяли методом ВЭЖХ в виде бензоильных производных на жидкостном хроматографе высокого давления HP 1090 (“Hewlett-Packard”, США) [28]. 

Содержание ЦК определяли методом ВЭЖХ [29] на хроматографе Agilent 1200 LC с диодно-матричным детектором G 1315B (“Agilent”, США). 

В каждом варианте опыта было по 1214 растений. Анализы проводили в трех аналитических повторностях. Обработку данных проводили методами параметрической статистики в среде Microsoft Exel 2003. На рисунках представлены средние величины значений; бары обозначают стандартные отклонения от среднего значения признака при 5% уровне значимости.

 

РЕЗУЛЬТАТЫ

Влияние экзогенной АБК на накопление биомассы, содержание хлорофиллов (a, b) и аккумуляцию Na+ в растениях M. crystallinum при засолении

 

Засоление среды ингибировало накопление биомассы растений хрустальной травки в среднем на 23% при 100 мМ NaCl и на 31% при 300 мМ NaCl (рис. 1а). Обработка АБК этих растений полностью снимала негативный эффект 100 мМ NaCl и значительно уменьшала негативный эффект 300 мМ NaCl на аккумуляцию биомассы. В листьях хрустальной травки содержание хлорофилла при солевом стрессе снижалось. Экзогенная АБК снижала потерю хлорофиллов (a + b) в среднем на 30% при 100 мМ NaCl и на 1215% при 300 мМ NaCl (рис. 1б). Выращивание растений на среде со 100 и 300 мМ NaCl увеличивало содержание ионов натрия в листьях в 6 и 10 раз соответственно. При этом обработка АБК не влияла на аккумуляцию Na+ в листьях (рис. 1в).

 

Влияние экзогенной АБК на уровень МДА, содержание пролина 

и активность пролиндегидрогеназы в листьях M. crystallinum при засолении

Содержание в листьях МДА, отражающее интенсивность окислительного стресса, возрастало на 40% при засолении 100 мМ NaCl и в 3 раза в ответ на засоление 300 мМ NaCl (рис. 2а). На присутствие в питательной среде 300 мМ NaCl растения отвечали 10-кратным увеличением содержания пролина (рис. 2б). Обработка растений АБК снижала повреждающее действие 300 мМ NaCl, о чем свидетельствует на 3033% меньший подъем уровня МДА в листьях и на 40% более низкое содержание пролина (рис. 2а, 2б). Активность ПДГ, отвечающей за деградацию пролина, несколько возрастала при 100 мМ NaCl, но была сильно подавлена при 300 мМ NaCl (рис. 2б, 2в). Следует отметить, что экзогенная АБК незначительно (на 1015%) снижала активность ПДГ во всех вариантах опыта (рис. 2в). 

 

Влияние экзогенной АБК на содержание свободных ПА 

в корнях и листьях растений при засолении

В листьях контрольных растений хрустальной травки была обнаружена в 2 раза бóльшие, чем в корнях, концентрации Спд, Спм и Кад (рис. 3б3г, 3е3з). В ответ на действие 100 мМ NaCl как в листьях, так и в корнях содержание Пут и Спд снижалось (рис. 3а, 3б, 3д, 3е), а Спм и Кад возрастало (рис. 3в, 3г, 3ж, 3з). При 300 мМ NaCl в среде содержание Спм в листьях и в корнях возрастало в 3 и 2 раза, соответственно, по сравнению с таковыми у растений в варианте без засоления (рис. 3в, 3ж).

Действие экзогенной АБК на содержание ПА в листьях и корнях растений хрустальной травки было различно. Так, обработка АБК корневой системы контрольных растений вызывала больший подъем содержания Пут и Спд в листьях (рис. 3а, 3б), чем в корнях (рис. 3д, 3е). Обработка АБК растений, выращенных на среде с 100 мМ NaCl, в два раза уменьшала вызванную засолением потерю Пут в листьях и корнях и в 1.5 раза  потерю Спд в корнях (рис. 3а, 3д, 3е). При засолении экзогенная АБК не влияла на изменение концентраций Спд, Спм и Кад в листьях (рис. 3б3г), однако в корнях значительно уменьшала содержание Кад (в 5 раз при 300 мМ NaCl) (рис. 3з).

 

Влияние засоления и экзогенной АБК

на содержание цитокининов в растениях

В растениях хрустальной травки преобладали ЦК зеатинового типа, представленные зеатином (Z), зеатинрибозидом (ZR) и зеатин-О-глюкозидом (ZG) в листьях и Z и ZR – в корнях (таблица, рис. 4). В листьях контрольных растений суммарное содержание ЦК Z-типа составляло в среднем 58.3 нм/г сырой массы, ЦК iP-типа в них не были обнаружены; при этом в корнях суммарное содержание ЦК Z-типа было в 20 раз больше, чем ЦК iP-типа (таблица, рис. 4). 

В ответ на действие 100 мМ NaCl растения реагировали снижением содержания Z и ZR в корнях и листьях, а также накоплением ZG в корневой системе и изопентениладенозина (iPa) и изопентениладенина (iP) в листьях (таблица). При засолении 300 мМ NaCl содержание всех ЦК повышалось по сравнению с их уровнями при 100 мМ NaCl (таблица). 

Обработка растений M. crystallinum АБК в отсутствие NaCl в среде приводила к снижению в корнях содержания Z и ZR в 2–4 раза и накоплению ZG, iPa и iP. В листьях снижение содержания ZR было менее выраженным, чем в корнях, а уровни Z, ZG, iPa и iP возрастали (таблица). В результате обработки АБК в присутствии 100 и 300 мМ NaCl в корнях и листьях растений в 1.32.0 раза возросло содержание всех ЦК Z-типа, за исключением ZG в листьях (таблица). Экзогенная АБК при 300 мМ NaCl в среде повышала суммарное содержание ЦК Z-типа в листьях в среднем на 25%, а в корнях – на 45% (рис. 4). Содержание изопентенильных форм ЦК в листьях в присутствии 300 мМ NaCl и АБК несколько повышалось, в основном за счет iP (таблица), при этом в корнях было отмечено 10-кратное снижение уровня изопентенильных форм ЦК по сравнению с необработанными АБК растениями (рис. 4).

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Представленные выше экспериментальные данные свидетельствуют о том, что обработка растений хрустальной травки 1 мкМ АБК снижала негативное действие солевого стресса. Это проявлялось в частичном снятии ингибирующего эффекта NaCl на аккумуляцию биомассы (рис. 1а) и накопление фотосинтетических пигментов (рис. 1б), а также в ослаблении окислительного стресса при 300 мМ NaCl, на что указывала динамика МДА при засолении (рис. 2а). При этом АБК практически не влияла на вызванное засолением изменение содержания ионов натрия в листьях (рис. 1в). Эти данные не исключают влияния АБК на характер компартментации избыточного содержания солей на субклеточном и тканевом уровнях. В пользу данного предположения говорит тот факт, что экзогенная АБК стимулировала отложение избытка солей в пузырчатых эпидермальных клетках листовой ткани ксерогалофита Atriplex halimus, что способствовало снижению токсического действия соли на растения [4].

Ранее было показано, что предобработка АБК растений фасоли [11] и проростков риса [10] повышала их солеустойчивость. В наших экспериментах растения хрустальной травки обрабатывали АБК в процессе засоления. Отсюда следует, что АБК оказывала протекторный эффект во время повреждающего действия засоления.

Особый интерес вызывает вопрос об изменении уровня пролина у растений хрустальной травки в условиях засоления при действии экзогенной АБК. Согласно полученным нами данным, конститутивный уровень пролина у M. crystallinum невысок и составляет 0.30.4 мкмоль/г сырой массы. Присутствие 100 мМ NaCl в среде не оказывало существенного влияния на уровень пролина, однако 300 мМ NaCl индуцировал 10-кратное увеличение содержания пролина (рис. 2б).

Обработка растений АБК в присутствии 100 мМ NaCl практически не влияла на содержание пролина в листьях, но была весьма эффективной в условиях более интенсивного засоления (300 мМ) и на 40% снижала накопление пролина (рис. 2б). Следует отметить, что в проростках P. vulgaris при действии экзогенной АБК в условиях экстремального для этого вида засоления (100 мМ NaCl) также наблюдали ингибирование аккумуляции пролина [22]. Снижение содержания пролина в листьях хрустальной травки в присутствии АБК могло быть связано как с повышением оводненности листьев в результате торможения процесса транспирации, так и с ослаблением в них окислительного стресса, о чем свидетельствовал меньший подъем уровня МДА (рис. 2а). Эффект снижения скорости синтеза пролина при совместном действии засоления и экзогенной АБК частично мог быть вызван также дефицитом глутамата, который, как известно, является общим предшественником для пролина и ПА [2]. В условиях засоления прослеживалась обратно пропорциональная зависимость между содержанием пролина в листьях и активностью ПДГ (рис. 2б, 2в). При действии экзогенной АБК в присутствии NaCl наблюдали одновременное снижение активности ПДГ и уровня пролина, которое в этих условиях, возможно, происходило за счет ингибирования АБК процесса синтеза пролина, например, на уровне торможения активности пирролин-1,5-карбоксилатсинтазы [1].

Как следует из полученных нами данных, при солевом стрессе АБК участвует не только в регуляции содержания пролина, но влияет и на уровень ПА, обладающих регуляторным и протекторным эффектами [2]. Мы показали, что в листьях контрольных растений хрустальной травки содержание свободных ПА (за исключением Пут) было примерно в 2 раза выше, чем в корнях (рис. 3). При засолении (100 и 300 мМ NaCl) уровни Пут и Спд в листьях и в корнях снижались (рис. 3а, 3б, 3д, 3е), а уровень Спм, напротив, возрастал, поскольку Пут и Спд являются предшественниками Спм и активно используются при его биосинтезе (рис. 3в, 3ж). В условиях интенсивного засоления (300 мМ NaCl) уровень Спм в листьях повышался в среднем в 3 раза (рис. 3в), а в корнях – в 2 раза (рис. 3ж), что косвенно свидетельствует о его возможном участии в солезащитной функции [1]. В пользу этой точки зрения говорит также тот факт, что существенное увеличение содержания свободных и конъюгированных форм Спм в листьях и корнях хрустальной травки в присутствии 400 мМ NaCl может наблюдаться уже через 6 ч от начала засоления [19].

Гипотеза о вовлечении АБК в регуляцию биосинтеза ПА находит все большее число подтверждений [4, 11]. Полученные данные показывают, что при обработке АБК контрольных растений повышалось содержание Пут и Спд в листьях (рис. 3а, 3б) и в меньшей степени  в корнях (рис. 3д, 3е). При засолении (100 и 300 мМ NaCl) экзогенная АБК несколько повышала в корнях содержание свободных ПА путресцинового ряда (рис. 3д3ж), тогда как в листьях их содержание практически не изменялось (рис. 3б3г). Нельзя исключать, что экзогенная АБК при засолении регулирует процесс образования в листьях конъюгированных форм ПА и тем самым контролирует реализацию биологических функций ПА. Реальность такого предположения следует из работы Hassine с соавт. [4], в которой было показано, что экзогенная АБК способствовала увеличению количества конъюгированных форм ПА в листьях более солеустойчивой популяции растений вида A. halimus. 

Обработка растений хрустальной травки АБК особым образом повлияла на изменение содержания в них Кад. В отличие от ПА семейства Пут, Кад является продуктом другого метаболического пути, идущего от аспартата, и образуется при декарбоксилировании лизина лизиндекарбоксилазой [1]. В присутствии NaCl в среде содержание Кад повышалось как в листьях (рис. 3г), так и в корнях (рис. 3з). Совместное действие экзогенной АБК и засоления приводило к резкому снижению содержания Кад в корнях (рис. 3з), тогда как в листьях отмечалось некоторое повышение его уровня по сравнению с растениями, которые не обрабатывали АБК (рис. 3г). Кад, в отличие от других ПА, выполняет роль межорганного стрессорного сигнала [1]. Ранее было показано, что через 48 ч действия 400 мМ NaCl в листьях хрустальной травки наблюдался подъем содержания свободного Кад и его HClO4-растворимых и HClO4-нерастворимых конъюгатов [19]. 

При действии АБК и засоления содержание свободного Кад в корнях снижалось (рис. 3з), возможно, это связано с транспортом свободного Кад из корней в листья, где повышался уровень свободного Кад (рис. 3г) и происходило образование его конъюгированных форм.

В условиях солевого стресса действие экзогенной АБК на содержание ПА в растениях факультативного галофита хрустальной травки и гликофита фасоли существенно отличались. Было показано, что в листьях и корнях фасоли в ответ на солевой стресс (100 мМ NaCl) в присутствии экзогенной АБК значительно повышалось содержание ПА, что свидетельствует о стимулирующем влиянии АБК на синтез ПА в растениях-гликофитах [21, 22]. У хрустальной травки экзогенная АБК в условиях данного эксперимента не влияла на содержание свободных ПА путресцинового ряда при засолении 300 мМ NaCl (рис. 3). 

На следующем этапе нам предстояло выяснить, как экзогенная АБК влияет на содержание и локализацию фитогормонов цитокининового ряда. Засоление вызывало изменение содержания ЦК на фоне снижения ростовых показателей у различных видов растений [16, 17]. Так, содержание Z и ZR в корнях и листьях хрустальной травки снижалось при засолении (таблица). Поскольку функциональная активность ЦК связана, как правило, с усилением роста растяжением и увеличением скорости фотосинтеза [13], то наблюдаемое нами частичное ингибирование синтеза Z и ZR при солевом стрессе представляется вполне логичным. В условиях водного дефицита, который растения испытывают при засолении, обычно имеет место не активация, а некоторое снижение интенсивности клеточного метаболизма, что понижает степень повреждения и способствует выживанию организма. Содержание ZG, напротив, в целом по растению повышалось (таблица), что указывает на различия в стресс-зависимой регуляции уровней различных типов ЦК у растений [13, 15]. Экзогенная АБК при интенсивном засолении значительно повышала суммарное содержание ЦК Z-типа в корнях и листьях и вызывала снижение NaCl-индуцированной аккумуляции iPa и iP в корнях, тогда как в листьях изменения в содержании iPa и iP носили более сложный характер. Подобное явление, возможно, объясняется тем, что в стрессовых условиях свободные ЦК iP-типа могут гидроксилироваться с образованием еще более активного транс-зеатина [30].

Таким образом, проведенные исследования показали, что обработка растений хрустальной травки АБК в условиях засоления повышала их жизнеспособность, способствовала аккумуляции биомассы и сохранению содержания фотосинтетических пигментов, снижала интенсивность окислительного стресса и уровень NaCl-индуцированной аккумуляции пролина. Протекторный эффект АБК при солевом стрессе может быть реализован через регуляцию метаболизма пролина, ПА и ЦК. 

Работа выполнена при поддержке гранта Российского фонда фундаментальных исследований (проект №10-04-90417-Укр_а).

 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Кузнецов Вл.В., Шевякова Н.И. Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция // Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 321–336.

2. Холодова В.П., Мещеряков А.Б., Ракитин В.Ю., Карягин В.В., Кузнецов Вл.В. Гидравлический сигнал как “первичный мессенджер водного дефицита” при солевом стрессе у растений // Докл. АН. 2006. Т. 407. С. 282–285.

3. Kusnetsov Vl.V., Shevyakova N.I. Polyamines and stress tolerance of plants. Invited review // Plant Stress. 2007. V. 1. P. 5071.

4. Kusnetsov Vl.V., Kruglova A.G., Molodyuk O.I., Karyagin V.V., Meshcheryakov A.B., Ragulin V.V., Rakitin V.Yu., Kholodova V.P. Hormonal regulation of Crassulacean Acid Metabolism (CAM) and inter-organ stress signal transduction // Phytohormones in Plant Biotechnology and Agriculture / Eds. Macháčková I., Romanov G.A. Dordrecht: Kluwer, 2003. P. 195–203.

5. Hassine A.B., Ghanem M.E., Bouzid S., Lutts S. Abscisic acid has contrasting effects on salt excretion and polyamine concentrations of an inland and a coastal population of the Mediterranean xero-halophyte species Atriplex halimus // Ann. Bot. 2009. V. 104. P. 925–936.

6. Fricke W., Akhiyarova G., Veselov D., Kudoyarova G. Rapid and tissue-specific changes in ABA and in growth rate response to salinity in barley leaves // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 1115–1123.

7. Merlot S., Giraud J. Genetic analysis of abscisic acid signal transduction // Plant Physiol. 1997. V. 114. P. 751–757.

8. Strizhov N., Abraham E., Okresz L., Blickling S., Zilberstein A., Schell J., Koncz C., Szabados L. Differential expression of two P5CS genes controlling proline accumulation during salt-stress requires ABA and is regulated by ABA1, ABI1 and AXR2 in Arabidopsis // Plant J. 1997. V. 12. P. 557–569.

9. Morillon R., Chrispeels M.J. The role of ABA and the transpiration stream in the regulation of the osmotic water permeability of leaf cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 14 138–14 143.

10. Li X.-J., Yang M.-F., Chen H., Qu L.-Q., Chen F., Shen S.-H. Abscisic acid pretreatment enhances salt tolerance of rice seedlings: proteomic evidence // Biochim. Biophys. Acta. 2010. V. 1804. P. 929–940.

11. Khadri M., Tejera N.A., Lluch C. Alleviation of salt stress in common bean (Phaseolus vulgaris) by exogenous abscisic acid supply // J. Plant Growth Regul. 2006. V. 25. P. 110119.

12. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Molecular responses to dehydration and low temperature: differences and cross-talk between two stress signaling pathways // Curr. Opin. Plant Biol. 2000. V. 3. P. 217–223.

13. Кулаева О.Н., Кузнецов В.В. Новейшие достижения и перспективы в области изучения цитокининов // Физиология растений. 2002. Т. 49. С. 626640.

14. Романов Г.А. Как цитокинины действуют на клетку (обзор) // Физиология растений. 2009. Т. 56. С. 295–319.

15. Hirose N., Takei K., Kuroha T., Kamada-Nobusada T., Hayashi H., Sakakibara H. Regulation of cytokinin biosynthesis, compartmentalization and translocation // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 75–83.

16. Atanasova L., Pissurska M., Stoyanov I. Cytokinins and growth responses of maize and pea plants to salt stress // Bulg. J. Plant Physiol. 1996. V. 22. P. 2231.

17. Albacete A., Ghanem M.E., Martínez-Andújar C., Acosta M., Sánchez-Bravo J., Martínez V., Lutts S., Dodd I.C., Pérez-Alfocea F. Hormonal changes in relation to biomass partitioning and shoot growth impairment in salinized tomato (Solanum lycopersicum L.) plants // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. Р. 4119-4131.

18. Alcazar R., Cuevas J.C., Patron M., Altabella T., Tiburcio A.F. Abscisic acid modulates polyamine metabolism under water stress in Arabidopsis thaliana // Physiol. Plant. 2006. V. 128. P. 448–455.

19. Стеценко Л.А., Ракитин В.Ю., Шевякова Н.И., Кузнецов Вл.В. Органоспецифическое изменение содержания свободных и конъюгированных полиаминов в растениях Mesembryanthemum crystallinum при засолении // Физиология растений. 2009. Т. 56. С. 893–898.

20. Веденичева Н.П., Войтенко Л.В., Мусатенко Л.И., Стеценко Л.А., Шевякова Н.И. Влияние засоления на содержание фитогормонов в листьях Mesembryanthemum crystallinum L. // Вестн. Харьк. нац. ун-та им. В.Н. Каразина. Сер. биология. 2010. Вып. 3. С. 30–36.

21. Шевякова Н.И., Мусатенко Л.И., Стеценко Л.А., Ракитин В.Ю., Веденичева Н.П., Войтенко Л.В., Кузнецов Вл.В. Влияние засоления на ростовые показатели растений Phaseolus vulgaris L., содержание фитогормонов и полиаминов // Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. С. 483–490.

22. Шевякова Н.И., Мусатенко Л.И., Стеценко Л.А., Веденичева Н.П., Войтенко Л.В., Сытник К.М., Кузнецов Вл.В. Регуляция абсцизовой кислотой содержания полиаминов и пролина в растениях фасоли при солевом стрессе // Физиология растений. 2013. Т. 60. С. 192204.

23. Winter K., Holtum J.A.M. Environment or development? Lifetime net CO2 exchange and control of the expression of Crassulacean Acid Metabolism in Mesembryanthemum crystallinum // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 98–107.

24. Lichtenthaler H.K. Chlorophylls and carotenoids, pigments of photosynthetic biomembranes // Methods Enzymol. 1987. V. 148. P. 350–382.

25. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch. Biochem. Biophys. 1968. V. 125. P. 189–198.

26. Bates L.S., Waldren R.P., Teare I.D. Rapid determination of free proline for water-stress studies // Plant Soil. 1973. V. 39. P. 205–207.

27. Mattioni C., Lacerenza N.G., Troccoli A., de Leonardis A.M., di Fonzo N. Water and salt stress-induced alterations in proline metabolism of Triticum durum L. seedlings // Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 787–792.

28. Ракитин В.Ю., Прудникова О.Н., Стеценко Л.А., Шевякова Н.И. Определение свободных и связанных полиаминов методом высокоэффективной жидкостной хроматографии // Молекулярно-генетические методы в современной биологии растений / Под ред. Кузнецова Вл.В. и др. Москва: БИНОМ, 2011. С. 337347.

29. Мусатенко Л.И., Веденичева Н.П., Васюк В.А., Генералова В.Н., Мартын Г.И., Сытник К.М. Комплекс фитогормонов в проростках различных по устойчивости к повышенным температурам гибридов кукурузы // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 499–504.

30. Романов Г.А. Цитокинины и тРНК: новый взгляд на старую проблему // Физиология растений. 1990. Т. 37. С. 1196–1210.

ПОДПИСИ К РИСУНКАМ 

Рис. 1. Влияние экзогенной 1 мкМ АБК на биомассу (а), суммарное содержание хлорофиллов a и b (б) и содержание ионов натрия (в) в листьях растений хрустальной травки в отсутствие (контроль) или в присутствии в среде NaCl (100 или 300 мМ, 6 суток).

Рис. 2. Влияние обработки корней 1 мкМ АБК на содержание МДА (а), пролина (б) и активность пролиндегидрогеназы (в) в листьях растений хрустальной травки в нормальных условиях (контроль) и при засолении (100 или 300 мМ NaCl, 6 суток). 
1 – без обработки корней АБК; 2 – после обработки корней АБК.

Рис. 3. Содержание свободных полиаминов в листьях (аг) и в корнях (дз) хрустальной травки после 6 суток экспозиции растений в отсутствие (0) или в присутствии 100 или 300 мМ NaCl в питательной среде.
а, д – путресцин; б, е – спермидин; в, ж – спермин; г, з – кадаверин. 1 – без обработки корней АБК; 2 – после обработки корней 1 мкМ АБК.

Рис. 4. Влияние АБК и NaCl на содержание цитокининов в растениях хрустальной травки. 
1  контрольные растения, выращенные на питательной среде без добавок; 2  300 мМ NaCl; 3  300 мМ NaCl и 1 мкМ АБК. Z-тип – суммарное содержание зеатина, зеатинрибозида и зеатин-О-глюкозида; iP-тип  суммарное содержание изопентениладенозина и изопентениладенина.