УДК 581.1

 

ВЛИЯНИЕ САЛИЦИЛОВОЙ И ЖАСМОНОВОЙ КИСЛОТ НА СОДЕРЖАНИЕ ПЕРОКСИДА ВОДОРОДА И ТРАНСКРИПЦИОННУЮ АКТИВНОСТЬ ГЕНОВ ЗАЩИТНЫХ БЕЛКОВ В РАСТЕНИЯХ ПШЕНИЦЫ ПРИ ИНФИЦИРОВАНИИ Tilletia caries (DC.) TULL

 

© 2018 г. Л. Г. Яруллинаa, b ,1, А. Р. Ахатоваc, Л. М. Яруллинаb, Р. И. Касимоваa

aФедеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биохимии и генетики Уфимского научного центра Российской академии наук, Уфа

bФедеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Башкирский государственный университет”, Уфа,

cФедеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Башкирский государственный медицинский университет”

Министерства здравоохранения Российской Федерации, Уфа

 

Поступила в редакцию 07.04.2017 г.

 

Изучали влияние предпосевной обработки семян салициловой (СК) и жасмоновой (ЖК) кислотами на рост проростков пшеницы Triticum aestivum L., генерацию в них пероксида водорода (Н2О2) и транскрипционную активность генов защитных белков (оксалатоксидазы, ОхО), пероксидазы (ПО), ингибитора протеиназы (ИП) при инфицировании возбудителем твердой головни Tilletia caries (DC.) Tull. Выявлено снижение негативного влияния T. caries на рост проростков и степень их пораженности патогеном под воздействием СК и ЖК. Повышение устойчивости растений к T. caries было опосредовано стимулирующим действием СК и ЖК на образование Н2О2 в растительных тканях и изменением активности ОхО, ПО и каталазы. Показано усиление транскрипционной активности генов оксалатоксидазы и пероксидазы под воздействием СК. Обнаружен значительный стимулирующий эффект ЖК на транскрипционную активность гена ингибитора протеиназы. Выявленные различия в активации защитных белков свидетельствовали о дифференциальном механизме воздействия СК и ЖК на защитный потенциал растений пшеницы при инфицировании T. caries.

 

Ключевые слова: Triticum aestivum – Tilletia caries – оксидоредуктазы – ингибиторы протеиназ – салициловая кислота − жасмоновая кислота − индуцированная устойчивость

_________________________

Сокращения: БАПНА − N,-бензоил-DL-аргинина; ЖК – жасмоновая кислота; ИЕ − ингибиторные единицы; ИП – ингибиторы протеиназ; СК – салициловая кислота; ПО – пероксидаза; ОхО – оксалатоксидаза; СБ − сукцинатный буфер; ФБ – фосфатный буфер.

1Адрес для корреспонденции: Яруллина Любовь Георгиевна. 450054 Уфа, Проспект Октября, 71. Институт биохимии и генетики Уфимского научного центра РАН. Электронная почта: yarullina@bk.ru

 

ВВЕДЕНИЕ

 

Устойчивость растений к воздействию абиотических и биотических факторов среды, в том числе к поражению патогенами, обеспечивается реализацией целого комплекса физиолого-биохимических процессов, протекающих на клеточном, тканевом и организменном уровнях. Как известно, стратегия защитного ответа растительного организма на грибное заражение во многом определяется типом пищевой специализации грибов. Длительный процесс коэволюции растений и микроорганизмов привел к появлению патогенов с различным типом паразитизма: биотрофов, некротрофов и гемибиотрофов.

Типичными представителями патогенов с биотрофным типом питания являются головневые грибы, борьба с которыми в настоящее время является важной задачей [1]. Возбудитель твердой головни Tilletia caries (DC.) Tull проникает в растение главным образом через колеоптиле в течение нескольких суток после прорастания инфицированной зерновки. До начала налива зерна гриб развивается в растительных тканях без видимых симптомов, выявить его можно только при цитологическом анализе срезов растений [2], что весьма затрудняет исследование механизмов устойчивости к патогену и поиск индукторов устойчивости [3].

Индукция защитного ответа в растениях осуществляется с помощью различных сигнальных систем, запуск которых осуществляется сигнальными молекулами. Такую роль могут выполнять салициловая (СК) и жасмоновая (ЖК) кислоты, перекись водорода и ряд других молекул [4, 5]. В связи с открытием сигнальной роли пероксида водорода возрос интерес к ферментам, регулирующим его уровень при патогенезе, таким как пероксидаза (ПО) и оксалатоксидаза (ОхО).

Способность патогена к внедрению и развитию в растительном организме в значительной мере зависит от активности его внеклеточных гидролаз, в частности, протеиназ. В ответ на действие протеиназ в растении индуцируется синтез белковых ингибиторов, действие которых направлено на подавление активности этих ферментов [6, 7]. Исследование воздействия СК и ЖК на формирование защитного ответа пшеницы с участием ингибиторов протеиназ (ИП) и оксидоредуктаз (оксалатоксидазы, пероксидазы, каталазы) при инфицировании Tilletia caries представляет научный и практический интерес.

Механизмы индукции защитного ответа растений к головневым СК и ЖК до конца не раскрыты. Установлено, что предобработка инфицированных растений злаков стрессовым фитогормоном ЖК вызывает значительное усиление активности ферментов-ингибиторов протеиназ, экзогенное воздействие на растения другого стрессового фитогормона – салициловой кислоты, усиливает продукцию АФК [4, 8]. Оба этих соединения эффективны против твердой головни пшеницы, как в условиях культуры, так и в полевых условиях [6, 9, 10].

Цель данной работы – изучение влияния СК и ЖК на рост растений пшеницы, генерацию в них Н2О2 и изменение экспрессионной активности генов защитных белков (оксалатоксидазы, пероксидазы и ингибитора протеиназы) при инфицировании T. caries.

 

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объекты исследования. Наклюнувшиеся семена пшеницы T. aestivum L. сорта Жница опудривали сухими спорами патогена Tilletia caries (DC.) Tull. из расчета 1 г спор на 100 семян [11]. Инфекционный материал был получен из коллекции лаборатории биохимии иммунитета растений ИБГ УНЦ РАН. СК (“Реахим”, Россия) и ЖК (“Реахим”, Россия) в соответствующих концентрациях (0.05 мМ и 10-7 М, соответственно) использовали для замачивания семян пшеницы (3 ч). Семена после заражения и посева в вазоны выдерживали 3 сут во влажной камере при температуре 10–15оС. Через 7 сут после инокуляции оценивали степень пораженности проростков. Для окраски грибов по Граму использовали краситель генциановый фиолетовый, приготовленный с применением анилина [12].

Определение содержания H2O2. 7-суточные проростки гомогенизировали в 0.025 М фосфатном буфере, pH 6.2 (ФБ), в соотношении 1:3, центрифугировали 20 мин при 10000 g. Супернатант использовали для определения содержания H2O2. Содержание Н2О2 оценивали при 560 нм с использованием ксиленолового оранжевого [13]. Реагент содержал 0.074 % соли Мора в 5.81% серной кислоты и 0.009% ксиленолового оранжевого в 1.82% сорбита (в соотношении 1:100). Оптическую плотность продуктов реакции измеряли на спектрофотометре Biospek-Mini (“Shimadzu”, Япония)

Определение активности оксалатоксидазы. Цитоплазматическую фракцию фермента выделяли с использованием 0.05 М сукцинатного буфера, pH 3.8 (СБ). Для этого проростки гомогенизировали в СБ, при соотношении массы навески листьев к объему СБ (1:3). Экстракт центрифугировали 20 мин при 12000 g (“Eppendorf”, Германия). Реакционная смесь для определения активности ОхО содержала 100 мкл СБ, 0.0025 М щавелевую кислоту (“Реахим”, Россия), 50 мкл ферментной вытяжки и коммерческой пероксидазы хрена фирмы (“Amresco”, США) в концентрации 15 ед./мл и 0.08%-ный хромогенный субстрат о-фенилендиамин (ОФД) (“Реахим”, Россия).

Определение активности пероксидазы. Для выделения цитоплазматической фракции ПО отрезки листьев гомогенизировали в 0.01 М Nа-фосфатном буфере, рН 6.2 (ФБ). Отношение массы навески листьев к объему ФБ 1:3. Экстракт центрифугировали 25 мин при 12000 g (“Eppendorf”, Германия). Супернатант использовали для анализа активности ПО. Активность ПО и ОхО определяли микрометодом по окислению субстрата ОФД при 490 нм на приборе для иммуноферментного анализа Benchmark Microplate Reader (“BioRad”, США) [13].

Определение активности каталазы. Для определения активности каталазы растительную ткань гомогенизировали в 50 мМ растворе ФБ (рН 7.8). Соотношение массы навески к объему буфера ФБ − 1:10. После центрифугирования при 12 000 g супернатант использовали для анализа активности фермента. Реакцию инициировали добавлением 0.1 мл супернатанта к 0.2 мл 0.03%-ной Н2О2. В контрольную пробу вместо супернатанта вносили 0.1 мл дистиллированной воды. Реакцию останавливали через 10 мин добавлением 1 мл 4%-ного молибдата аммония. Интенсивность развившейся окраски измеряли при длине волны 410 нм на спектрофотометре Biospek-Mini (“Shimadzu”, Япония).

Определение активности протеиназ и их ингибиторов. Активность протеиназ, гидролизирующих п-нитроанилид N,-бензоил-DL-аргинина (БАПНА), определяли по методу Эрлангера [14]. За 1 единицу (Е) активности фермента принимали такое его количество, которое образовывало 1 мкМ п-нитроанилида за 1 мин в стандартных условиях.

Активность ингибиторов трипсина определяли по методу Гофмана-Вайсблая [15] с некоторыми модификациями. В 0.5 мл 0.05 М трис-НСl-буфера, рН 8.2 вносили 1.0 мл экстракта и 0.5 мл фермента (1 мг/мл). Затем к смеси добавляли 1.0 мл (1 мг/мл) раствора БАПНА и инкубировали на водяной бане в течение 10 мин при 37°С. Реакцию останавливали 0.5 мл 30%-ной уксусной кислоты. В качестве контроля использовали смесь, не содержащую фермент, который добавляли после остановки реакции. Оптическую плотность полученных растворов определяли на спектрофотометре Biospek-Mini (“Shimadzu”, Япония) при 405 нм.

Активность ингибитора выражали в ингибиторных единицах. В стандартных условиях за единицу ингибиторной активности принимали такое его количество, которое необходимо для подавления единицы активности трипсина на 100%.

Оценка транскрипционной активности генов защитных белков. РНК из растений выделяли с помощью тризола (“Molecular Research Center, Inc.”, США). Для получения кДНК на основе мРНК изучаемых образцов проводили реакцию обратной транскрипции с использованием M-MuLV обратной транскриптазы согласно протоколу фирмы-поставщика. Полимеразную цепную реакцию с обратной транскрипцией проводили в амплификаторе типа ТП4-ПЦР-01-“Терцик” (Россия). После амплификации фрагменты ДНК фракционировали методом электрофореза в 1−2% агарозном геле или 7% ПААГ. В качестве положительного контроля использовали ПЦР гена, кодирующего конститутивно экспрессирующийся тубулин. С помощью программы Primer Select (“DNAStar”) были подобраны высокоспецифичные праймеры к гену оксалатоксидазы (номер записи в базе данных GenBank – AJ556991), анионной пероксидазы (AК333699), ингибитора протеиназ (EU 293132.1), фланкирующие фрагменты ДНК размером 410, 157, 106 п.н., соответственно. Экспериментальным путем были подобраны условия проведения ПЦР. Компьютерный анализ аминокислотных и нуклеотидных последовательностей проводили с помощью пакета компьютерных программ Lasergene фирмы “DNASTAR, Inc” (США).

Статистическая обработка данных. Эксперименты включали не менее 3-х биологических повторов при анализе биохимических показателей и не менее 15 повторов при анализе транскрипционной активности. Статистическая обработка результатов проводилась с использованием компьютерных программ StatSoft (Statistica 6.0). На рисунках приведены средние результаты опыта и их стандартные ошибки.

 

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Влияние СК и ЖК на рост растений пшеницы и устойчивость к T. caries. Результаты исследований показали, что предпосевная обработка семян пшеницы СК и ЖК стимулировала рост надземной части проростков (на 17% и 21% в вариантах с применением СК и ЖК, соответственно) (рис. 1а). Инфицирование T. caries подавляло рост проростков (на 25%), что наблюдали ранее другие исследователи [6]. Наиболее вероятно это связано с тем, что заражение восприимчивой пшеницы твердой головней вызывает существенное повышение уровня АБК [16]. Высокий уровень АБК в растениях с одной стороны является реакцией на стресс, а, с другой, приводит к торможению ростовых процессов.

В вариантах опыта с предобработкой растений индукторами устойчивости с последующим их инфицированием рост проростков замедлялся примерно на 20% в сравнении с вариантом с предобработкой, но без инфицирования. Вместе с тем, предобработанные инфицированные проростки росли быстрее, чем необработанные и зараженные (в варианте опыта с СК – на 22%, в варианте опыта с ЖК – на 33%). Таким образом, предобработка проростков пшеницы СК и ЖК снижала негативное влияние T. caries на их рост. Вероятно, это происходит как за счет значительных изменений содержания фитогормонов [6, 10], так и за счет уменьшения количества заболевших растений (рис. 2).

Изменение содержания Н2О2 в проростках пшеницы при обработке СК и ЖК и заражении T. caries. Некоторые механизмы повышения устойчивости пшеницы к T. caries под влиянием СК и ЖК могли быть связаны с изменением концентрации Н2О2 в растительных тканях. Как показали результаты исследований, в предобработанных СК и ЖК проростках содержание Н2О2 превышало данный показатель у контрольных растений (рис. 1б). Инфицирование проростков вызывало повышение в них уровня Н2О2, при этом в предобработанных растениях накопление Н2О2 было выше, чем в необработанных. Усиление продукции АФК в условиях инфицирования культивируемых клеток растений наблюдали и другие исследователи [17]. Аналогичные данные были также получены на растениях пшеницы, инфицированных возбудителем мучнистой росы, и большом числе растений при поражении возбудителем серой гнили [18, 19]. Это связано с тем, что одним из атрибутов СВЧ-реакции является высокое содержание Н2О2 в клетке [5].

Влияние СК и ЖК на активность защитных белков при инфицировании T. сaries. Изменение концентрации Н2О2 в растительных тканях при патогенезе может происходить в результате осуществления многих метаболических процессов, но в большей степени это происходит вследствие изменения активности ферментов про-/антиоксидантной системы. Одним из важных ферментов данной системы, наряду с НАДФН-оксидазой и аминооксидазой, активация которого повышает уровень H2O2 в растениях при инфицировании, является оксалатоксидаза [20].

Результаты проведенных нами исследований показали, что СК и ЖК оказывают стимулирующее действие на транскрипционную активность гена, кодирующего ОхО, как в здоровых проростках пшеницы, так и при инфицировании T. сaries, при этом также увеличивалась активность фермента (рис. 3).

Основной функцией ОхО является участие в деградации щавелевой кислоты, которая у многих патогенных грибов является эффективным фактором вирулентности [5]. Активность фермента высока в проростках однодольных, но в процессе их роста и развития снижается и практически не обнаруживается в зрелых растениях [17]. Однако ген, кодирующий ОхО, может экспрессироваться под влиянием инфицирования. Это предполагает участие оксалатоксидазы в регуляции модификации компонентов клеточной стенки при прорастании семян и защите во время этого процесса проростков от фитопатогенов. В связи с этим ОхО причисляют к группе germin-белков [20]. Возможно, что посредством ее активации в клетках, прилежащих к зоне инфицирования формируется защитная зона с высокой концентрацией Н2О2.

В наших исследованиях предобработка растений СК и ЖК оказывала также индуцирующее действие и на транскрипционную активность гена пероксидазы (рис. 4). Причем, как и в случае с ОхО, был выявлен более значительный стимулирующий эффект СК на активность ПО в сравнении с ЖК (рис. 4).

Пероксидаза является ферментом двойного назначения. Основной функцией данного фермента является защита растительного организма от вредного воздействия АФК [21] и непосредственное участие в процессах дифференциации тканей и органов высших наземных растений. Эти функции различных пероксидаз тесно связаны с катализом полимеризации фенольных мономеров в лигнин, суберин и кутин. В то же время, пероксидазы апопласта могут проявлять оксидазную активность и генерировать супероксидный радикал или перекись водорода при сдвиге физиологических рH [22].

Сигнальные молекулы могут оказывать различное влияние на активность пероксидаз. Так, под действием экзогенной обработки Н2О2 отмечалось ингибирование активности пероксидазы колеоптилей пшеницы [19]. Одной из причин угнетения пероксидазной активности под действием Н2О2 может быть переключение ПО на каталазную активность. Такое явление, в частности, зарегистрировано для нескольких форм апопластных пероксидаз, которые при высоких концентрациях Н2О2 проявляли каталазную активность [18, 22].

В результате нашего исследования было показано, что в инфицированных T. сaries проростках пшеницы активность каталазы на протяжении эксперимента возрастала в среднем на 30% (рис. 5). В обработанных СК и ЖК неинфицированных и инфицированных проростках активность каталазы была ниже, чем в контрольном варианте на всем протяжении опыта. Причем, ингибирование активности каталазы при действии СК было выше, чем в присутствии ЖК, особенно в инфицированных проростках пшеницы. Вероятно, это связано с тем, что одним из механизмов развития системной индуцированной устойчивости является ингибирование активности каталазы под воздействием СК, что способствует накоплению Н2О2 в растительных тканях [10].

Число иммуносупрессоров (или факторов патогенности) возбудителей болезней, приводящих к нейтрализации защитных реакций растения-хозяина, огромно и на сегодняшний момент мы знаем о них, к сожалению, не так много. В частности, обнаружено, что каталазы, быстро инактивирующие Н2О2, активно вырабатываются патогеном в инфекционный период. Благодаря этому грибы способны преодолевать воздействие высоких концентраций Н2О2, генерируемых растительными клетками для защиты, и успешно развиваться в растениях. Причем, низкая концентрация Н2О2 в зоне инфицирования индуцирует каталазы патогенных грибов [19]. Можно предположить, что в негативную регуляцию уровня H2O2 вовлекаются соединения, выделяемые грибом в ходе его взаимодействия с растением.

Влияние СК и ЖК на активность протеиназ и их ингибиторов.

Основными факторами патогенности микроорганизмов являются гидролазы, в частности протеиназы. Так, протеиназы грибов способны расщеплять антимикробные белки растений, а также играют активную роль в разрушении белков клеточной стенки [23]. Подавление активности гидролаз специфическими ингибиторами является одним из эффективных барьеров, стоящих на пути проникновения и распространения фитопатогенов в растениях [24].

Нами отмечено, что на 7 сутки после инокуляции спорами T. caries активность протеиназ в колеоптилях пшеницы незначительно понижалась (рис. 6). При предобработке сигнальными молекулами гидролитическая активность также снижалась, что, вероятно, обусловлено повышением антигидролитической активности в растительных тканях (рис. 7б).

Биотрофные патогены обладают более низким разнообразием и концентрацией токсичных для растения метаболитов, в частности гидролитических ферментов, по сравнению с некротрофами. Так, у возбудителя мучнистой росы ячменя Erysiphe graminis гидролитические ферменты выделяются только из кончика инфекционной гифы и их активность проявляется только на расстоянии 0.1 мкм от гифы. Кроме того, действие некоторых ферментов, губительно действующих на растительную ткань, может и вовсе не проявляться. Например, у биотрофа Uromyces fabae не выявлена активность ряда ферментов, участвующих в деградации углеводов клеточной стенки растений: эндополигалактуроназы, эндопектатлиазы, целлюлазы. В то же время некротроф Verticillium albo-atrum характеризуется достаточно высокой активностью вышеназванных ферментов [17].

Предобработка СК и ЖК при инфицировании вызывала снижение активности гидролаз. Снижение протеолитической активности, наиболее вероятно, связано с индуцирующим эффектом сигнальных молекул на экспрессию гена ингибитора протеиназы. Причем, наибольшее усиление экспрессии гена наблюдалось в варианте с предобработкой ЖК (рис. 7а).

Таким образом, предпосевная обработка семян СК и ЖК способствовала повышению устойчивости пшеницы к T. caries в следствие усиления накопления Н2О2 и стимулирования активности защитных белков в растительных тканях. Причем, под действием СК происходила активация транскрипционной активности генов ОхО и ПО. Обработка растительного материала ЖК, напротив, оказывала значительный стимулирующий эффект на транскрипционную активность гена ИП. Выявленные различия в активации индивидуальных защитных белков свидетельствовали о дифференциальном механизме воздействия СК и ЖК на защитный потенциал растений пшеницы при инфицировании T. caries.

 

Работа выполнена на оборудовании ЦКП “Биомика” (Отделение биохимических исследований и нанобиотехнологии РЦ КП “Агидель”) и УНУ “КОДИНК”.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Matanguihan J.B., Murphy K.M. Control of common bunt in organic wheat // Plant disease. 2011. V. 95. P. 92−103.
  2. Каратыгин И.В. Возбудители головни зерновых культур. Л: Наука, 1986. 112 с.
  3. Шакирова Ф.М., Нургалиева Р.В., Исаев Р.Ф., Масленникова Д.Р., Фатхутдинова Р.А., Безрукова М.В., Лубянова А.Р., Авальбаев А.М., Сахабутдинова А.Р., Хлебникова Т.Д. Влияние Фэтила на гормональный статус растений пшеницы в онтогенезе в связи с устойчивостью к Tilletia caries (DC.) Tull // Агрохимия. 2009. № 3. С. 40−44.
  4. Васюкова Н.И., Озерецковская О.Л. Индуцированная устойчивость растений и салициловая кислота (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2007. Т. 43. С. 405−411.
  5. Карпун Н.Н., Янушевская Э.Б., Михайлова Е.В. Механизмы формирования неспецифического индуцированного иммунитета у растений при биогенном стрессе // Сельскохозяйственная биология. 2015. Т. 50. № 5. С. 540−549.
  6. Максимов И.В., Хайруллин Р.М. Активность ингибиторов трипсина в проростках пшеницы под действием патогенного гриба Tilletia caries и фитогормонов // Физиология растений. 2012. Т. 59. С. 756−762.
  7. Poltronieri P. Plant immunity and pathogen interfering mechanisms: effectors and bodyguards // International Journal of Plant Research. 2017. V. 7. P. 21−28.
  8. Васюкова Н.И., Озерецковская О.Л. Жасмонат-зависимая защитная сигнализация в тканях растений // Физиология растений. 2009. Т. 56. № 5. С. 643−653.
  9. Яруллина Л Г., Трошина Н.Б., Сурина О.Б., Кулуев Б.Р., Исаев Р.Ф., Ахатова А.Р., Касимова Р.И., Яруллина Л.М., Ибрагимов Р.И. Морфофизиологическая и генетическая характеристика возбудителя твердой головни пшеницы Tilletia caries из агроценозов Южного Урала с различной пестицидной нагрузкой // Агрохимия. 2014. № 2. С. 60−65.
  10. Maksimov I., Troshina N., Surina O., Cherepanova E. Salicylic acid increases the defense reaction against bunt and smut pathogens in wheat calli // Journal of Plant Interactions. 2014. V. 9. С. 306−314.
  11. Кривченко В.И. Устойчивость зерновых колосовых к возбудителям головневых болезней. Москва: Колос, 1984. 304 с.
  12. Барыкина Р.П., Веселова Т.Д., Девятов А.Г. и др. Справочник по ботанической микротехнике. Основы и методы. Москва: Издательство МГУ, 2004. 312 с.
  13. Ермаков И.А., Арасимович В.В., Ярош Н.П. Методы биохимического исследования растений. Л.: Агропромиздат, 1987. 430 с.
  14. Erlanger B.F., Kokowski N., Cohen W. The preparation and properties of two new chromogenic substrutes of trypsin // Arch. Biochem. Biophys. 1961. V. 95. P. 271−278.
  15. Гофман, Ю.Я., Вайсблай И.М. Определение ингибитора трипсина в семенах гороха // Прикладная биохимия и микробиология. 1975. №5. С. 777−783.
  16. Yarullina L.G , Kasimova R. I., Kuluev B.R., Surina O.B., Yarullina L.M., Ibragimov R.I. Comparative study of bunt pathogen resistance to the effects of fungicides in callus co-cultures Triticum aestivum with Tilletia caries // Agricultural Sciences. 2014. V. 5. P. 906−912.
  17. Шафикова Т.Н., Омеличкина Ю.В. Молекулярно-генетические аспекты иммунитета растений к фитопатогенным бактериям и грибам // Физиология растений. 2015. Т. 62. С. 611−627.
  18. Gessler N.N., Aver’yanov A.A., Belozerskaya T.A. Reactive oxygen species in regulation of fungal development // Biochemistry. 2007. V. 72. P. 1091–1109.
  19. O’Brien J.A., Daudi A., Butt V.S. Reactive oxygen species and their role in plant defence and cell wall metabolism // Planta. 2012. V. 236. Р. 765–779.
  20. Hu Y., Guo Z. Purification and characterization of oxalate oxidase from wheat seedlings // Acta Physiologiae Plantarum. 2009. V. 31. P. 229–235.
  21. Граскова И.А. Роль пероксидаз в устойчивости растений к биотическому стрессу. Germany:  Lap Lambert academic publishing, 2011. 364 c.
  22. Minibayeva F., Kolesnikov O., Chasov A., Beckett R.P., Lüthje S., Vylegzhanina N., Buck F., Böttger M. Wound-induced apoplastic peroxidase activities: their roles in the production and detoxification of reactive oxygen species // Plant, Cell & Environment. 2009. V. 32. P. 497−508.
  23. Кудрявцева Н.Н., Софьин А.В., Ревина Т.А., Гвоздева Е.Л., Иевлева Е.В., Валуева Т.А. Секреция протеолитических ферментов тремя фитопатогенными микрооганизмами // Прикладная биохимия и микробиология. 2013. Т. 49. С. 513−521.
  24. Volpicella M., Leoni C., Costanza A., de Leo F., Gallerani R., Ceci L.R. Cystatins, serpins and other families of protease inhibitors in plants // Current Protein and Peptide Science. 2011. V. 12. P. 386−398.

 

 

 

Подписи к рисункам

 

Рис. 1. Влияние СК, ЖК и T. caries на рост надземной части 7-суточных проростков пшеницы сорта Жница (а) и содержание в них Н2О2 (б).

1 – неинфицированные проростки; 2 – инфицированные проростки; 3 – обработка СК; 4 обработка СК + инфицирование; 5 – обработка ЖК; 6 – обработка ЖК + инфицирование.

Рис. 2. Влияние предпосевной обработки семян СК и ЖК на устойчивость к возбудителю твердой головни пшеницы сорта Жница.

1 – необработанные проростки; 2 – обработка СК; 3 – обработка ЖК. * − различия достоверны при Р < 0.05 по отношению к контролю (1).

Рис. 3. Накопление транскриптов гена оксалатоксидазы (а) и активность фермента (б) в листьях пшеницы при инфицировании T. caries и обработке сигнальными молекулами.

1 – контроль; 2 – инфицирование T. caries; 3 – обработка СК; 4 – обработка СК + T. caries; 5 – обработка ЖК; 6 – обработка ЖК + T. caries.

Рис. 4. Накопление транскриптов гена пероксидазы (а) и активность фермента (б) в листьях пшеницы при инфицировании T. caries и обработке сигнальными молекулами.

1 – контроль; 2 инфицирование T. caries; 3 – обработка СК; 4 – обработка СК + T. caries; 5 – обработка ЖК; 6 – обработка ЖК + T. caries.

Рис. 5. Влияние СК и ЖК на активность каталазы в проростках пшеницы при инфицировании возбудителем твердой головни T. caries.

1 контроль; 2 инфицирование T. caries; 3 СК; 4 СК + T. caries; 5 ЖК; 6 – ЖК + T. caries. I – 3 сут, II – 5 сут, III – 10 сут.

Рис. 6. Активность протеиназ в колеоптилях пшеницы при обработке сигнальными молекулами и заражении T. caries.

1 – контроль; 2 – инфицирование T. caries; 3 – обработка СК; 4 – обработка СК + T. caries; 5 – обработка ЖК; 6 – обработка ЖК + T. caries.

Рис. 7. Накопление транскриптов гена ингибитора протеиназы (а) и активность фермента (б) в листьях пшеницы при инфицировании T. caries и обработке сигнальными молекулами.

1 – контроль; 2 инфицирование T. caries; 3 – обработка СК; 4 – обработка СК + T. caries; 5 – обработка ЖК; 6 – обработка ЖК + T. caries. ИЕ − ингибиторные единицы.