УДК 581.1
РЕГУЛЯТОРНЫЕ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТИ ДЛЯ КОНСТИТУТИВНОЙ, ТКАНЕСПЕЦИФИЧНОЙ И ИНДУЦИРОВАННОЙ ЭКСПРЕССИИ ПЕРЕНЕСЕННЫХ ГЕНОВ У ДЕКОРАТИВНЫХ РАСТЕНИЙ
© 2019 г. О. Г. Смирноваa, 1, В. К. Шумныйa, А. В. Кочетовa
aФедеральное государственное бюджетное научное учреждение Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия
Поступила в редакцию 19.04.2018 г.
После доработки 01.02.2019 г.
Принята к публикации 06.02.2019 г.
Генетическая инженерия позволяет выходить за пределы природной изменчивости видов и создает возможности получать декоративные растения с новыми окрасками и формами цветка, повышенной устойчивостью и целым рядом характеристик, дающих эстетическое и экономическое преимущество. Как правило, для достижения нужных эффектов требуется изменение паттернов экспрессии определенных генов. Промотор являются ключевым регуляторным элементом, определяющим уровень, тканевую и временную специфичность экспрессии гена, поэтому при планировании структуры генетических конструкций для экспрессии трансгенов в растениях в первую очередь подбирается подходящий промотор. В последние годы изучено много новых конститутивных, тканеспецифичных и индуцируемых промоторов растительного происхождения, которые могут расширить перспективы создания новых форм и сортов за счет точно направленной экспрессии перенесенных генов. В обзоре анализируются имеющиеся в литературе сведения об использовании промоторов на примере биотехнологии декоративных растений.

Ключевые слова: декоративные растения – трансгенные растения – конститутивные промоторы – тканеспецифичные промоторы – стресс-индуцируемые промоторы – устойчивость к заболеваниям – старение – окраска цветка

Сокращения: ВОМ – вирус огуречной мозаики; 5'-НТО – 5'- нетранслируемая область; ANS – антоцианидин-синтаза (от anthocyanidin synthase); CaMV35S – промотор 35S РНК вируса мозаики цветной капусты (от Cauliflower mosaic virus 35S); CHS – халкон-синтаза (от chalcone synthase); DFR – дигидрофлавонол-4-редуктаза (от dihydroflavonol 4-reductase); IPT – изопентил-трансфераза (от isopentenyl transferase); GUS – β-глюкуронидаза (от glucuronidase); F3H – флавонон-3-гидроксилаза (от flavanone 3-hydroxylase); F3'5'H – флавоноид-3',5'-гидроксилаза (от flavonoid 3',5'-hydroxylase); SAG12 – связанный со старением ген (от senescence-associated gene); SHI – короткие междоузлия (от short internodes); DREB – белок, связывающийся с чувствительным к дегидратации элементом (от dehydration responsive element binding protein); uidA – ген β-глюкуронидазы.

1Адрес для корреспонденции: Смирнова Ольга Григорьевна. 630090 Новосибирск, просп. акад. Лаврентьева, 10. Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики СО РАН (ИЦиГ СО РАН). Электронная почта: planta@bionet.nsc.ru

ВВЕДЕНИЕ
Цветы радуют нас своей красотой в садах и парках. Основными направлениями селекции декоративных культур являются устойчивость к вредителям, стрессам, пестицидам, сохранение срезанных побегов, усиление аромата, изменение времени цветения, получение компактных форм, модификация окраски и строения цветка. В молекулярно-генетическом отношении цветочные культуры изучены в меньшей степени, чем такие модельные объекты, как арабидопсис (Arabidopsis thaliana), рис (Oryza sativa) или табак (Nicotiana tabacum). Некоторые декоративные культуры являются полиплоидами. В зоне рискованного земледелия хорошо заметна разница между тетраплоидными, триплоидными и диплоидными формами гладиолусов (Gladiolus grandiflorus), лилий (Lilium), нарциссов (Narcissus pseudonarcissus), тюльпанов (Tulipa gesneriana), хризантем (Chrysanthemum morifolium) и пионов (Paeonia lactiflora). Полиплоиды обладают лучшими ростовыми качествами и обеспечивают рентабельность цветочного производства. Многие сорта роз (Rosa hybrida) и петуний (Petunia hybrida) имеют гибридное происхождение. Это осложняет получение новых форм традиционными методами гибридизации и селекции.
Генная инженерия позволяет получать желаемые признаки у сорта без многолетних гибридизаций и возвратных скрещиваний, что существенно сокращает время, необходимое для его создания. Обширные данные литературы о генетических модификациях розы, лилии, герберы (Gerbera jamesonii), хризантемы, гвоздики (Dianthus), гладиолуса, антуриума (Anthurium andraeanum) представлены в ряде обзоров [1, 2], где основное внимание сконцентрировано на огромном разнообразии целевых генов, которые были использованы или могут быть использованы при создании новых сортов.
Промотор в значительной степени определяет тканеспецифичный характер и уровень экспрессии целевого гена. Промотор – это участок ДНК, который управляет транскрипцией гена. Промотор белок-кодирующего гена состоит из корового элемента, расположенного в непосредственной близости от точки начала транскрипции гена, проксимального и дистального элементов, содержащих сайты связывания специфических транскрипционных факторов, выполняющих роль активаторов или репрессоров транскрипции [3, 4]. Размеры промотора могут достигать нескольких сотен пар оснований. Промоторы, используемые в генной инженерии растений, различаются по происхождению (растительные, вирусные, бактериальные, синтетические и т.д.), характеру активности (сильные, слабые, конститутивные, тканеспецифичные), с изменением активности в процессе онтогенеза и при действии различных факторов (индуцированная экспрессия генов). Конститутивные и тканеспецифичные промоторы определяют экспрессию гена во многих или в отдельных тканях организма.
Известно много примеров положительного влияния первого интрона, расположенного в 5'-нетранслируемой области (5'-НТО) гена, на экспрессию трансгенов [5–7]. По этой причине 5'-НТО часто включают в состав генетической конструкции [8–10].
Транзиентная (временная) экспрессия используется для оценки силы промотора и его совместимости с факторами транскрипции в хозяйских клетках. Транзиентная экспрессия в отдельных органах и тканях позволяет охарактеризовать промотор без получения полноценных трансгенных растений, что значительно ускоряет проведение сравнительной оценки сразу нескольких промоторов. Окончательная характеристика промотора проводится в разных органах и на разных стадиях развития трансгенного растения. Источником информации о промоторах является изучение функций отдельных генов и регуляции метаболических процессов. Информация о промоторах, использованных в экспериментах с трансгенными растениями, представлена в ряде обзоров [11–15]. Накопление информации о промоторах в структурированном виде в базе данных TransGene Promoters (TGP; http://wwwmgs.bionet.nsc.ru/mgs/dbases/tgp/home.html) позволяет быстро находить промоторы растений с определенными характеристиками [16]. Создание новых форм цветочных культур методами генетической инженерии идет с высокой интенсивностью. В связи с этим возникает потребность анализа промоторов, которые были использованы в данных исследованиях, для понимания возможностей их применения при решении новых задач. Чтобы ускорить создание растений с заданными характеристиками, важно иметь большое разнообразие промоторов для одновременного переноса нескольких генов в геном растения [11]. Многократное использование одного промотора может приводить к подавлению экспрессии генов из-за сайленсинга, вызываемого наличием одинаковых повторяющихся последовательностей [11]. Взаимодействие, возникающее между промоторами, может быть серьезной проблемой при инженерии нескольких тканеспецифичных признаков с использованием одного вектора [17]. Разработан вектор для одновременного изучения активности пяти промоторов растений [18]. Синтетические промоторы, сочетающие элементы промоторов разного происхождения, позволяют достигать высокого уровня индуцированной экспрессии генов [19, 20]. Уровень экспрессии трансгена в определенных тканях также важен для получения желаемого фенотипа. Одни и те же промоторы могут обеспечивать разный уровень экспрессии трансгена в разных видах растений, что говорит о необходимости накопления первичных данных для анализа и составления рекомендаций по использованию промоторов разного типа. В данном обзоре описываются промоторы, которые могут быть с успехом применены в генетической инженерии цветочных культур.

КОНСТИТУТИВНЫЕ ПРОМОТОРЫ
При создании генетических конструкций часто используется промотор 35S РНК вируса мозаики цветной капусты (CaMV35S), поскольку он способен обеспечивать экспрессию рекомбинантного гена у разных видов растений. Конститутивный промотор CaMV35S был использован для управления экспрессией целевых генов, повышающих устойчивость к вирусу огуречной мозаики (Cucumber mosaic virus) у гладиолуса, лилии, петунии [21–23], к вирусу погремковости табака (Tobacco rattle virus) у петунии [23], к серой гнили (Botrytis cinerea) у петунии и лилии [23, 24], к нематоде (Pratylenchus penetrans) у лилии [25]. В течение многих лет исследователи изучают конститутивные промоторы растительного происхождения, которые могут обеспечивать более высокий уровень экспрессии по сравнению с промотором CaMV35S (табл. 1). Разнообразие конститутивных промоторов необходимо для одновременной экспрессии нескольких целевых генов, в том числе и для успешного применения у растений системы CRISPR/Cas9, используемой для редактирования природных генов [26].
Для получения гладиолусов с повышенной устойчивостью к вирусу огуречной мозаики (ВОМ) были созданы конструкции, в которых дефектный ген репликазы был помещен под управление дуплицированного промотора CaMV35S и ген белка оболочки ВОМ – под управление промотора гена полиубиквитина AtUBQ3 из арабидопсиса [21]. Около 15% полученных трансгенных растений демонстрировали устойчивость к вирусу. Устойчивые растения с промотором AtUBQ3 демонстрировали более высокий уровень экспрессии целевого гена, чем растения с усиленным промотором CaMV35S. В дальнейшем промотор гена полиубиквитина SoUbi9 из сахарного тростника (Saccharum officinarum) и дуплицированный промотор CaMV35S были использованы для экспрессии в гладиолусе гена одноцепочечных вариабельных фрагментов антител scFv (single-chain variable fragment) против ВОМ [27]. Около 7% полученных трансгенных растений были устойчивы к вирусу. Оба промотора обеспечивали высокий уровень экспрессии трансгена, причем у наиболее устойчивой линии трансген находился под контролем промотора SoUbi9.
Промоторы генов полиубиквитина OsUbi2 из риса (Oryza sativa) и ZmUbi1 из кукурузы (Zea maize) в сочетании с 5'-НТО обеспечивают высокий уровень экспрессии репортерного гена uidA, кодирующего β-глюкуронидазу (GUS) Escherichia coli, в листовых пластинках, соматических эмбрионах и корнях антуриума [8]. Эти промоторы могут быть использованы для экспрессии антибактериальных и других генов у антуриума. Умеренная активность промотора CaMV35S и регуляторного района, состоящего из промотора и 5'-НТО гена актина OsAct1 из риса, может быть использована для экспрессии селективных генов. Высокая экспрессия селективного гена может приводить к попаданию селективного белка в соседние нетрансформированные клетки и к инактивации в них селективного агента, что приведет к выживанию химерного или нетрансформированного материала [8]. Неспособность промотора гена цитохрома OsCc1 из риса обеспечивать достаточный уровень экспрессии uidA в антуриуме может быть связана с отсутствием в промоторе OsCc1 подходящих cis-элементов или отсутствием в составе генетической конструкции первого интрона, расположенного в 5'-НТО гена OsCc1 [8].
Промотор OsAct1 имеет такую же активность, как и промотор CaMV35S в листовых пластинах тюльпана и лилии [9]. Активность промотора ZmUbi1 в листовых пластинах тюльпана была ниже, а в листовых пластинах лилии выше, чем активность CaMV35S [9]. Активность промотора ZmUbi1 в гладиолусе была в 30 раз ниже, чем активность CaMV35S, хотя гладиолус, как и кукуруза, является однодольным растением [10].
В гладиолусе промотор гена полиубиквитина GgUBQ1 в сочетании с интроном в 5'-НТО обеспечивает высокий уровень экспрессии гена uidA, сравнимый с экспрессией под контролем промотора CaMV35S [10, 28]. В клетках фрезии, каллы (Zantedeschia elliottiana), лилии и розы относительная активность GUS при использовании промоторов GgUBQ1 и CaMV35S составила 5–15% от активности в гладиолусе [28]. Удаление 5'-НТО не влияло на экспрессию uidA у фрезии, каллы и лилии и достоверно снижало экспрессию у гладиолуса и розы [28]. Промотор GgUBQ4 обеспечивал более высокий уровень экспрессии uidA в каллусе, молодых побегах и корнях гладиолуса по сравнению с промотором GgUBQ2 [29]. Растения с промоторами GgUBQ2 и GgUBQ4 имели нормальный фенотип и умеренный уровень экспрессии uidA, в то время как растения с промотором CaMV35S отставали в росте и имели повышенный уровень экспрессии uidA. Промоторы GgUBQ2 и GgUBQ4 могут быть использованы для обеспечения нормального роста трансгенных растений гладиолуса [29].
Укорочение междоузлий является важным направлением селекции для получения компактных форм цветочных культур. Метод генетической инженерии является альтернативой использования синтетических регуляторов роста у растений. Было получено несколько линий трансгенных хризантем (C. morifolium), которые экспрессировали ген gai (gibberellic acid insensitive) арабидопсиса под управлением собственного промотора [30]. Трансформанты AtGAI:gai имели карликовый фенотип, что было вызвано снижением чувствительности к гиббереллинам [30].
Удобная для выращивания карликовая форма каланхоэ (Kalanchoe blossfeldiana) была получена путем экспрессии гена транскрипционного фактора SHI (SHORT INTERNODES) арабидопсиса под управлением промоторов CaMV35S и AtSHI [31]. Полученные трансгенные растения каланхоэ помимо карликового роста имели компактные соцветия, а растения с промотором AtSHI – и удлиненный период цветения.
Промотор гена актина CmActin из хризантемы (C. morifolium) обеспечивает на порядок более высокий уровень активности GUS во всех органах хризантем, чем промотор CaMV35S, в то время как в арабидопсисе оба промотора обеспечивают сопоставимый уровень активности GUS [32]. В хризантемах экспрессия гена BrSRS (Brassica rapa SHI-related sequence) из китайской капусты под управлением промотора CmActin приводит к развитию компактных карликовых растений с узкими скрученными вверх листьями и короткими черешками [32]. Промоторы генов Lhca3.1 из картофеля (Solanum tuberosum), Cab из дикой хризантемы (Dendranthema japonicum), RbcS1 из хризантемы (C. morifolium), фактора элонгации трансляции 1α табака NtEF1α [33–36] также более эффективны для экспрессии целевых генов в листьях хризантем, чем CaMV35S.
Высокая активность конститутивных промоторов OsUbi2 и ZmUbi1 в антуриуме, OsAct1 в тюльпане и лилии, ZmUbi1 в лилии, GgUBQ1, GgUBQ4 в гладиолусе, GgUBQ1 в розе и фрезии, CmActin, StLhca3.1, DjCab, CmRbcS1, NtEF1α в хризантеме может быть использована в генетической инженерии для повышения устойчивости к заболеваниям у перечисленных видов (табл. 1).

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ СТРЕСС-ИНДУЦИРУЕМЫХ ПРОМОТОРОВ ДЛЯ ПОВЫШЕНИЯ УСТОЙЧИВОСТИ К АБИОТИЧЕСКИМ СТРЕССАМ И ЗАМЕДЛЕНИЯ СТАРЕНИЯ
Устойчивость к стрессам
Растения подвергаются разнообразным стрессовым воздействиям, таким как засуха, засоление, высокие или низкие температуры. Механизмы адаптации растений в первую очередь связаны с регуляцией транскрипционной активности генов в ответ на действие абиотических факторов. В ряде случаев конститутивная экспрессия под контролем промотора CaMV35S целевых генов, повышающих устойчивость к неблагоприятным факторам, может приводить к подавлению роста растений [37–39]. Использование стресс-индуцируемых промоторов AtRD29A, AtSAG12, AtCOR15 позволяет достигнуть желаемого результата и избежать негативного воздействия экспрессии целевого гена на рост и развитие трансгенного растения [37, 40, 41].
Повышенная экспрессия гена транскрипционного фактора DREB1A (dehydration responsive element binding protein) из арабидопсиса под контролем промотора CaMV35S повышала устойчивость к засухе и засолению, но вызывала серьезную задержку роста хризантем сорта Fall Color [37]. Промотор гена AtRD29A (desiccation-responsive) широко используется для стресс-индуцированной экспрессии трансгенов у двудольных растений. Хризантемы, экспрессирующие AtDREB1A под контролем промотора AtRD29A, имели более высокую устойчивость к засухе и солевому стрессу и нормальные ростовые показатели по сравнению с хризантемами, несущими конструкцию CaMV35S:AtDREB1A (табл. 2). Повышенная устойчивость трансгенных хризантем сопровождалась увеличением уровня пролина и активности супероксиддисмутазы [37].
Амарант (Amaranthus tricolor) в период водного или солевого стресса накапливает бетаин, который защищает клетки, поддерживая осмотический баланс и структуру белков [42]. Активность промотора гена AmCMO, кодирующего холин-монооксигеназу, которая участвует в синтезе бетаина, возрастает в 4 раза во время солевого стресса [42]. Поскольку немногие растения способны накапливать бетаин, предлагается методами генетической инженерии использовать путь биосинтеза бетаина для повышения стрессоустойчивости растений [42].

Старение
Замедление старения цветов и листьев очень важно для сохранения привлекательного вида цветочных культур. В процессе старения в растениях снижается концентрация эндогенных цитокининов [43]. Опрыскивание экзогенными цитокининами предотвращает пожелтение листьев. Изопентил-трансфераза (IPT) является ключевым ферментом биосинтеза цитокининов, ген которой ipt из Agrobacterium tumefaciens широко используется для экспрессии в трансгенных растениях [40, 41, 43–46]. Конститутивная экспрессия ipt под контролем промотора CaMV35S приводила к повышению уровня цитокининов и замедлению старения листьев, но сопровождалась замедлением роста и развитием аномальных признаков у табака и японского перца (Zanthoxylum piperitum) [47, 48]. Чтобы избежать негативных последствий, было предложено экспрессировать ген ipt под контролем промотора гена SAG12 (senescence-associated gene), активного только на поздних стадиях развития арабидопсиса [32]. Активность промотора AtSAG12 возрастает в различных органах в процессе старения трансгенных петуний и пеларгоний (Pelargonium zonale) [40, 44, 49]. Старение цветков и листьев у трансгенных петуний задерживалось на 6–10 дней, а способность к вегетативному размножению, габитус ветвления и время цветения не отличались от нормальных растений, что свидетельствует о возможности задерживать старение без нанесения ущерба другим признакам [40]. Причины замедления старения были связаны с повышенным уровнем цитокининов, задержкой индукции синтеза этилена, снижением чувствительности к экзогенному этилену, накоплением в венчиках абсцизовой кислоты [43]. У трансгенных петуний наблюдалось замедление старения в условиях засухи, что было связано с индукцией активности промотора AtSAG12 в этих условиях и возрастанием экспрессии ipt [40].
Дефицит влаги часто вызывает ускоренное старение листьев герберы. Задержка старения листьев при осмотическом стрессе, обусловленная повышением активности антиоксидантных ферментов, наблюдалась у трансгенной герберы, экспрессирующей ipt под контролем промотора AtSAG12 [45]. Для пеларгоний, экспрессирующих ipt под контролем промотора AtSAG12, характерна более компактная форма за счет уменьшения длины междоузлий и усиленного ветвления, более интенсивная окраска цветов и листьев, уменьшение их размера и замедление старения листьев [44]. В миниатюрных горшечных розах сорта Линда совместное действие экзогенного этилена и темноты в шесть раз повышало уровень экспрессии ipt, находящегося под контролем промотора AtSAG12 [46]. Такое воздействие благоприятно сказывалось на трансгенных розах, поскольку приводило к существенному повышению содержания хлорофилла [46].
Снижение чувствительности к этилену способствует сохранению привлекательности цветов, поскольку этилен участвует в процессах старения. Экспрессия мутантного гена рецептора этилена etr1-1 арабидопсиса под контролем промотора CaMV35S замедляла старение цветков петуний, но негативно сказывалась на черенковании, которое используется для размножения ценных гибридных сортов [50]. Специфичный для цветков петунии промотор PhFBP1 (floral homeotic protein) был использован для экспрессии гена Atetr1-1 в цветках гвоздики и каланхоэ, что позволило избежать в вегетативных частях растений негативного эффекта нечувствительности к этилену в этилен-зависимых процессах. Полученные растения характеризовались снижением чувствительности к этилену в цветках, но не в других органах [51, 52].
При длительном хранении вегетативных черенков и целых растений необходимо поддерживать низкую температуру, что позволяет снизить дыхание и предотвратить этиоляцию листьев, которая происходит в процессе хранения при нормальной температуре и низком освещении. Чтобы решить эту задачу, была создана генетическая конструкция, в которой ген ipt был помещен под контроль промотора COR15 из арабидопсиса, активность которого повышается при действии засухи, холода и АБК [41, 53]. Конструкция AtCOR15:ipt была введена в петунию и хризантему (D. grandiflorum). При температуре 25°C трансгенные растения имели нормальный фенотип. После воздействия пониженной температуры в 4°С в течение 3 суток и последующего хранения в темноте при 25°С в течение четырех недель взрослые трансгенные растения и срезанные с них листья оставались зелеными, в то время как контрольные трансгенные растения, которые не подвергались воздействию холода, проявляли признаки старения. Холод индуцировал активность промотора AtCOR15, что приводило к повышению экспрессии ipt, концентрации цитокининов и уровня хлорофилла в листьях трансгенных растений [41].
В лепестках венчика ночной красавицы (Mirabilis jalapa) в процессе старения более чем в 40 тысяч раз повышается экспрессия гена убиквитин-лигазы MjXB3 [49]. Промотор MjXB3 обеспечивает высокую экспрессию репортерного гена uidA в стареющих цветках петунии и гвоздики, но не активен в цветках однодольных растений: лилейнике (Hemerocallis Stella d’Oro), нарциссе и орхидее (Dendrobium Emma White). В отличие от промотора MjXB3, промоторы AtSAG12 и CaMV35S обеспечивают экспрессию uidA в венчиках лилейника и нарцисса и, в значительно меньшей степени, в венчике орхидеи. Активность промотора MjXB3 наблюдается исключительно в лепестках стареющих цветков и отсутствует в других тканях. Промотор MjXB3 обладает гораздо большей специфичностью в стареющих лепестках по сравнению с промотором AtSAG12, поскольку незначительная активность AtSAG12 все же присутствует в молодых цветках петунии [49].
Промоторы MjXB3 и AtSAG12 являются эффективным инструментом для изучения и управления механизмами старения у декоративных растений.

ТКАНЕСПЕЦИФИЧНЫЕ ПРОМОТОРЫ
Цветки
Среди тканеспецифичных промоторов, способных управлять экспрессией целевых генов у декоративных растений, конечно же, наибольший интерес представляют промоторы, проявляющие специфическую активность в цветках. Основные направления модификации цветков заключаются в изменении их окраски, формы и количества лепестков. Генно-инженерный подход для модификации окраски цветков заключается в выборе необходимого целевого гена и промотора со специфической экспрессией в цветках. Промоторы многих генов, продукты которых участвуют в синтезе или распаде пигментов, обладают такой специфической экспрессией. К ним относятся промоторы генов каротиноид-расщепляющей диоксигеназы 4a-5 (CCD4a-5) из хризантемы (C. morifolium) [54], халкон-синтазы (CHS) из лилии (L. oriental) [55], антоцианидин-синтазы (ANS) из табака [56], контролирующих синтез антоцианов транскрипционных факторов MYB1 из ипомеи (Ipomoea nil) [57] и MYB10 из яблони (Malus domestica) [58, 59] (табл. 3).
Изменить окраску цветков можно как за счет повышения экспрессии генов транскрипционных факторов, регулирующих пути биосинтеза пигментов, так и за счет повышения экспрессии отдельных ключевых генов биосинтеза пигментов. Чтобы получить кардинально новую окраску цветков, необходимо внедрить чужеродные гены биосинтеза пигментов, отсутствующих у целевого вида. Для повышения уровня транскрипционного фактора, регулирующего синтез антоцианов, используют как изменение структуры промотора соответствующего гена, так и повышенную экспрессию гена транскрипционного фактора под контролем чужеродного промотора.
У яблони транскрипционный фактор MYB10 не только регулирует активность генов, участвующих в синтезе антоцианов, но и непосредственно активирует собственный промотор MdMYB10, связываясь с мотивом R1. Природная мутация R6 приводит к увеличению числа мотивов R1 в промоторе MdMYB10, более сильной активации MdMYB10 и повышению уровня антоциана. Мотив R6 функционален и у других видов. Трансформация белоцветковых петуний сорта Mitchell конструкцией MdMYB10-R6:MdMYB10 активирует синтез антоциана в цветках, но не в листьях [58]. Инсерция мотива R6 в промоторы PcMYB10 груши (Pyrus communis), AtMY75 арабидопсиса, AcF3'5'H киви (Actinidia chinensis) приводит к повышению синтеза антоциана в табаке и киви. Инсерция мотива R6 в промотор гена GGP (GDP-L-galactose phosphorylase) киви (A. eriantha) приводит к активации транскрипции гена AeGGP транскрипционным фактором MdMYB110 и повышению синтеза аскорбиновой кислоты в табаке [59]. Мотив R6 является инструментом для реорганизации разнообразных промоторов растений, обеспечивая их чувствительность к MYB-транскрипционным факторам, и может быть использован для регуляции синтеза антоцианов у декоративных растений.
Ко-экспрессия гена mPAP1 транскрипционного фактора R2R3 MYB арабидопсиса и гена B-peru транскрипционного фактора bHLH (basic helix loop helix) кукурузы под контролем промотора CaMV35S в составе двух векторов приводит к повышенному накоплению антоциана во всех органах табака, но негативно отражается на росте растений [60]. Совместная экспрессия тех же генов под контролем ткане-специфичного промотора гена ANS табака в составе одного вектора приводит к значительному усилению окраски исключительно цветков табака без угнетения роста растений [56]. Можно ожидать, что использование регуляторных генов будет иметь все большее значение для получения новых окрасок цветков.
Большинство цветков, окрашенных в голубой цвет, содержат антоциан дельфинидин. В природе не встречаются розы, хризантемы, гвоздики с пурпурной, фиолетовой и синей окраской цветков, поскольку у них отсутствует флавоноид-3',5'-гидроксилаза (F3'5'H) – ключевой фермент биосинтеза пигмента дельфинидина. Чтобы получить устойчивый уровень синтеза дельфинидина и желаемую окраску цветка, были использованы разные подходы. Голубые розы были получены путем экспрессии под контролем усиленного промотора CaMV35S гена F3'5'H из анютиных глазок (Viola wittrockiana), гена дигидрофлавонол-4-редуктазы (DFR) из ириса (Iris hollandica) и подавления экспрессии природного гена DFR розы методом РНК-интерференции [61]. DFR из розы и ириса имеют разную субстратную специфичность. Замена DFR приводит к снижению синтеза пеларгонидина и цианидина и преимущественному накоплению дельфинидина в голубых розах.
В хризантемах промотор CaMV35S не дает необходимый уровень экспрессии трансгена [62]. В хризантемах очень высокий уровень накопления дельфинидина (до 95% от общего уровня антоцианов) был достигнут путем сверх экспрессии гена F3'5'H колокольчика (Campanula medium) под контролем промотора гена CmF3H флавонон-3-гидроксилазы в сочетании с 5'-НТО гена алкогольдегидрогеназы табака или арабидопсиса в качестве трансляционного энхансера [63]. Промотор CmF3H хризантемы показал наилучший результат по сравнению с промоторами CaMV35S, халкон-синтазы (CHS) розы (R. hybrida), F3'5'H BP40 анютиных глазок, F3H и DFR розы морщинистой (R. rugosa), антоцианина 3AT периллы (Perilla frutescens) и CHS герберы (Gerbera hybrida). Окраска цветков трансгенных хризантем варьировала от красно-пурпурных до пурпурно-фиолетовых и синих оттенков в зависимости от уровня накопления дельфинидина и соотношения разных пигментов [63]. В другом исследовании для получения пурпурно-фиолетовых хризантем была использована экспрессия гена F3'5'H анютиных глазок под контролем промотора розы RhCHS [64]. Полученные трансгенные растения содержали до 40% дельфинидина относительно общего количества антоцианидинов. Необходимый для достижения голубоватых оттенков окраски уровень дельфинидина (80%) был достигнут за счет подавления экспрессии гена F3H путем РНК-интерференции. В представленных исследованиях полученная окраска цветков все же не была строго голубой, а имела пурпурный и фиолетовый оттенки.
Достигнуть истинно голубого цвета хризантем удалось путем гидроксилирования и гликозилирования B-кольца цианидин-гликозида с получением гликозилированных антоцианов на основе дельфинидина [65]. Для этого ген колокольчика CamF3'5'H и ген CtA3'5'GT клитории тройчатой (Clitoria ternatea), оба под контролем промотора CmF3H хризантемы, были коэкспрессированы в растениях хризантемы [65]. Необходимые для проявления голубой окраски внутримолекулярные связи в синтезируемом дельфинидин-3/3′,5′-О-гликозиде формировались благодаря присутствию в клетке ко-пигментов лютеолин-7-О-гликозида и трицетин-7-О-гликозида [65]. Достижение подобных результатов демонстрирует перспективы использования молекулярных методов для селекции цветов с новыми окрасками.
Использование промоторов, активных в генеративных органах растений, способно обеспечить изменение формы и окраски цветков у трансгенных растений, не провоцируя изменений в вегетативных органах. Фрагменты промотора гена PhCHSA халкон-синтазы петунии размером 220 п.н. и CHS из лилии (L. orential) размером 307 п.н. содержат все необходимые cis-элементы, обеспечивающие специфическую экспрессию в цветках трансгенных петуний [66, 55]. Для достижения более высокого уровня экспрессии были сконструированы химерные промоторы, содержащие энхансеры из промоторов CaMV35S или OCS (octopine synthase) из Agrobacterium tumefaciens, слитые с фрагментами промоторов PhCHSA или LoCHS. Химерный промотор OCS-PhCHSA показал наиболее высокую активность исключительно в окрашенных венчиках торении (Torenia fournieri), использованной для определения тканеспецифичной экспрессии сконструированных промоторов [67]. В связи с легкостью трансформации, торения все чаще используется как модельный объект для изучения генетических конструкций в цветоводстве [68]. Высокая активность и узкая тканевая специфичность химерного промотора OCS-PhCHSA позволяют использовать его для изменения признаков цветка, например, для получения новых сортов лилий с голубой окраской венчика [67].
Промотор гена UEP1 (ubiquitin extension protein) хризантемы (D. grandiflorum) обеспечивает очень высокий уровень экспрессии трансгена в лепестках трубчатых цветков и в три раза более низкий уровень экспрессии в язычковых цветках. В листьях трансгенных хризантем активность промотора DgUEP1 была существенно ниже, чем в лепестках цветков. Промотор DgUEP1 оказался гораздо более эффективным по сравнению с промоторами генов халкон-синтазы и транскрипционного фактора EPF2-5 из петунии, multicystatin из картофеля и eceriferum из арабидопсиса для экспрессии целевых генов в цветках хризантемы [69].
Разработан новый метод для эффективной модификации признаков цветка, который заключается в использовании химерных репрессоров. Химерные репрессоры создаются искусственно путем присоединения короткого домена, репрессирующего транскрипцию, к транскрипционному фактору [70]. Эффективный способ получения новых признаков цветка был достигнут благодаря созданию конструкции, в которой последовательность репрессора SRDX была слита с последовательностью транскрипционного фактора MYB24. Получившаяся химерная последовательность была помещена под контроль флорального тканеспецифического промотора гена AP1 (apetala1) из арабидопсиса [70]. Торении со встроенной конструкцией AtAP1:MYB24-SRDX имели цветки с волнистыми лепестками характерной формы. В связи с низкой активностью промотора AtAP1 в листьях (активность репортерного белка GUS при его использовании составила 4 нМ MU/мин/мг), всего 18.8% растений имели волнистые края на молодых листьях. Данный пример демонстрирует удачное использование промотора с органоспецифичной активностью для появления новых признаков только в цветках и отсутствию побочных изменений в листьях.
Цикламен (Cyclamen persicum) – это комнатный луковичный цветок, цветущий в зимний период. Цикламен имеет пять лепестков. Одновременная экспрессия двух химерных репрессоров CpAG1-SRDX и CpAG2-SRDX, созданных на основе генов agamous цикламена, под контролем промотора CaMV35S приводит к формированию похожих на розы, многолепестковых цветков у цикламена за счет преобразования тычинок и плодолистиков в лепестки. Это исследование продемонстрировало различную роль транскрипционных факторов CpAG1 и CpAG2 в развитии цветка [71]. Однако, избыточная экспрессия химерных репрессоров под контролем промотора CaMV35S иногда вызывает морфологические изменения в других органах. Так, сверх экспрессия химерного репрессора арабидопсиса TCP3-SRDX помимо изменений признаков цветка сопровождалась подавлением развития органов цветка у хризантемы и деформацией листьев у торении [72]. Чтобы избежать подобных потерь качества растений, была поставлена задача найти новые промоторы со специфической экспрессией в цветах. Гены класса В DEF (deficiens), GLO (globosa), синтеза антоциана DFR и F3H специфически экспрессируются в цветках торении [73]. Анализ активности GUS показал, что промоторы TfDEF, TfGLO, TfDFR и TfF3H функционируют исключительно в лепестках торении, в то время как промоторы CaMV35S и AtAP1 работают и в листьях. Активность промоторов TfF3H, TfDFR и TfDEF в лепестках была более чем на порядок выше, чем активность промоторов TfGLO, AtAP1 и CaMV35S [73]. Активность промотора AtAP1 в листьях была в 2 раза ниже, чем в лепестках, а активность CaMV35S, наоборот, – в 7 раза выше [73]. В связи с тем, что активность промотора AtAP1 в листьях была в 7 раз ниже, чем активность CaMV35S, использование AtAP1 приводило к меньшей деформации листьев, чем использование CaMV35S. Комбинация промоторов TfDEF, TfGLO, TfDFR и TfF3H с химерным репрессором AtTCP3-SRDX вызывала изменение окраски, распределение окраски, форму лепестков торении, не влияя на другие признаки. Причем каждый промотор давал свои характерные и различимые признаки цветка. Использование нескольких специфичных для цветков промоторов, обладающих характерными паттернами, позволило создать разные формы и окраски цветка торении без фенотипических изменений других органов [73].
Из цикламена впервые были выделены восемь промоторов, активных в лепестках. Это промоторы MADS-бокс гомеотических генов AP1, AP3A, AP3B, PI (pistillata), SEP2 (sepallata), а также CHS, DFR и O-метилтрансферразы (OMT), участвующих в синтезе антоцианов [74]. Каждый из этих промоторов был использован для контроля экспрессии химерных репрессоров AtTCP3-RD, CpTCP1B-RD, AtSEP3-RD, CpSEP3-RD у торениии. Наиболее интересные изменения были связаны с тремя конструкциями. Экспрессия CpCHS:AtSEP3-RD придавала лепесткам голубоватый цвет. Изогнутые вниз лепестки торений, экспрессирующих CpDFR:CpTCP1B-RD, были следствием более быстрой пролиферации клеток на верхней стороне лепестка по сравнению с нижней. У торений с конструкцией CpAP3B:CpTCP1B-RD формировались зазубренные лепестки. У торений, экспрессирующих репрессор CpTCP1B-RD под контролем конститутивного промотора CaMV35S, зазубренность наблюдалась не только на лепестках, но и на листьях и сопровождалась чрезмерным ветвлением сосудов [74]. Предложенные генетические конструкции и полученные фенотипические изменения будут полезны для селекции декоративных цветов.
Промотор гена CHS горечавки трехцветковой (Gentiana triflora) активен по краям цветков петунии в местах наибольшего накопления антоциана. В последовательности промотора GtCHS1 присутствуют сайты связывания транскрипционного фактора MYB, регулирующего гены биосинтеза антоциана [75].
Ирисы (Iris germanica) с темно-розовой и красной окраской цветка не встречаются в природе. Чтобы получить подобную окраску, розовые ирисы сорта Fire Bride были трансформированы бактериальным геном фитоен-синтазы (crtB) под контролем промотора капсантин-капсорубин синтазы (CCS) тигровой лилии (L. lancifolium) с целью повышения уровня каротиноида ликопена [76]. У лилий ген CCS обеспечивает оранжевую окраску цветков. У ирисов экспрессия LlCCS:crtB наблюдается в околоцветнике, тычинках, завязи, цветоножке. Однако, видимые изменения окраски затронули лишь пыльники, завязь и цветоножку, но не околоцветник. Промотор LlCCS может быть с успехом использован для изменения окраски определенных частей цветка ириса.
Ген OgCHRC из гибридной орхидеи (Oncidium Gower Ramsey) экспрессируется преимущественно в цветках, где специфический для хромопластов белок CHRC обеспечивает накопление каротиноидов в мембранах пластид [77]. Активность промотора OgCHRC возрастает по мере развития бутонов орхидеи [77]. Нижний лепесток цветка орхидеи называется губа (лабеллум). Он служит для привлечения насекомых-опылителей и выполняет роль “посадочной площадки”. Конические клетки, которые расположены на верхней стороне губы, помогают насекомым удерживаться на поверхности. Гистохимический анализ активности GUS при использовании промотора OgCHRC показал, что окрашивание локализуется именно в конических клетках верхнего эпидермиса. Методом транзиентной экспрессии показано, что промотор имеет низкую активность (при его использовании уровень активности репортерного белка GUS не превышал 0.5 нM MU/мин/мг) в лепестках двудольных растений: роз, гвоздик и хризантем. В лепестках лилии и орхидеи активность GUS при использовании промотора OgCHRC составила 2 нM MU/мин/мг, что было в 2–3 раза ниже, чем при использовании промотора CaMV35S [77]. Изучение формирования желтой окраски губы орхидеи сорта Gower Ramsey показало, что несмотря на присутствие в ее геноме генов транскрипционного фактора OgMYB1 и четырех участвующих в биосинтезе антоциана ферментов: OgCHS, халкон-изомеразы (OgCHI), OgDFR и OgANS, сам пигмент не накапливается. Эти гены активны во время развития цветка, но экспрессия трех из них: OgMYB1, OgCHI и OgDFR, специфически подавлена в тканях желтой губы. Транзиентная экспрессия генов OgMYB1, OgCHI и OgDFR под контролем промотора OgCHRC приводит к восстановлению синтеза антоциана в желтой губе орхидеи [78].
Промоторы MdMYB10-R6, CmCCD4a-5, LoCHS, OCS-PhCHSA, NtANS, CmF3H, DgUEP1, TfDEF, TfDFR, TfF3H, GtCHS, CpCHS, CpDFR, CpAP3B, AtAP1, LlCCS, OgCHRC могут быть использованы для улучшения формы и окраски цветков.

Пыльца
Ген END1 (endothecium1) из гороха (Pisum sativum) экспрессируется в клетках-предшественниках пыльцевых зерен [79]. Ген цитотоксической рибонуклеазы (barnase) из Bacillus amyloliquefaciens был помещен под контроль промотора PsEND1. Конструкция PsEND1:barnase была использована для получения растений пеларгонии и каланхоэ с мужской стерильностью, которая возникала за счет разрушения клеток пыльцы на самых ранних стадиях их развития [44, 80].
Промоторы LlGC1 из лилии (L. longiflorum) и AmDEFH125 из львиного зева (Antirrhinum majus) обеспечивают экспрессию репортерного гена uidA в пыльце при гомологичной экспрессии, а промотор AmDEFH125 – и в пыльце арабидопсиса [81, 82].
Ген PR10g лилии (L. longiflorum) экспрессируется в тапетуме пыльников и в микроспорах. Специфическая активность промотора LlPR10g в пыльниках арабидопсиса обеспечивается фрагментом от –1183 до –880 п.н. относительно старта транскрипции [83]. Трансгенные растения, несущие конструкцию LlPR10g:barnase, были полностью стерильны из-за нарушений в тапетуме и деформации микроспор. Промотор LlPR10g имеет большую перспективу использования в биотехнологии и сельском хозяйстве.
Ген LlA1271, экспрессирующийся в пыльниках лилии, был помещен под контроль тапетум-специфичного промотора риса OsRTS [84]. Использование этой генетической конструкции позволило установить, что белок LlA1271 влияет на структуру наружной оболочки пыльцевых зерен лилии. Промотор гена LlgH2A гистона из лилии при экспрессии в табаке (N. tabacum) активен исключительно в генеративных клетках пыльцы [85]. Активность промотора LlgH2A не обнаруживается в вегетативных клетках пыльцы или в других органах. Характер тканевой специфичности промотора в табаке полностью совпадает с паттерном экспрессии мРНК гена gH2A в лилии. Аналогичные механизмы активации промотора гена gH2A у лилии и табака позволяют говорить о существовании схожих механизмов регуляции гаметофит-специфической активности генов у однодольных и двудольных растений.
Промоторы PsEND1, LGC1, AmDEFH125, LlPR10g и LlgH2A могут быть использованы для получения растений с мужской стерильностью.

Трихомы
Трихомы играют важную роль в адаптации растений к условиям окружающей среды [86]. Железистые трихомы способны синтезировать и секретировать разнообразные вторичные метаболиты. Нежелезистые трихомы ограничивают доступ насекомых к поверхности растения, защищают от ультрафиолета и потери влаги.
У лаванды (Lavandula angustifolia) эфирное масло синтезируется преимущественно в железистых трихомах соцветий [87]. Был клонирован промотор гена линалоол-синтазы (LIS) из лаванды (Lavandula angustifolia), который может быть использован для функционального анализа генов синтеза терпеноида линалоола, являющегося компонентом эфирного масла [88]. Промотор LIS из кларкии (Clarkia breweri) был использован для подавления экспрессии гена изоэвгенол-синтазы методом РНК-интерференции с целью изучения механизмов формирования запахов у разных видов петуний [89]. Хризантемол-синтаза является ключевым ферментом биосинтеза натурального пестицида пиретрина, который накапливается в цветках пиретрума (Tanacetum cinerariifolium). Промотор TcCHS хризантемол-синтазы пиретрума экспрессируется в железистых трихомах в хризантеме (C. morifolium) и табаке (N. tabacum) [90]. Участок промотора халкон-синтазы петунии PhCHSA от –899 до –530 п.н. определяет специфическую экспрессию uidA в трихомах чашелистиков и в проростках петунии [66]. Трихом-специфичные промоторы необходимы в генетической инженерии вторичных метаболитов для исключения возможности их неблагоприятного воздействия на рост и развитие растений.

РЕГУЛЯЦИЯ ПРОЦЕССОВ РАЗВИТИЯ
Лилии L. formosanum и L. oriental имеют контрастные фенотипы листьев на стадии розетки. Было показано, что гетерофилия (разнолистность) у лилий связана с различным уровнем экспрессии генов LoNCED3 и LfNCED3, который обеспечивается различной активностью их промоторов и коррелирует с разным уровнем АБК [39]. Промотор LoNCED3 более активен, чем промотор LfNCED3, и это обусловлено присутствием в промоторе LfNCED3 E2F-подобного негативного регуляторного элемента. Разный уровень активности промоторов LoNCED3 и LfNCED3 может иметь адаптивное значение для обитания лилий в их естественной среде. Различия в активности промоторов LoNCED3 и LfNCED3 сохраняются при гетерологичной экспрессии в эпидермальных клетках лука (Allium cepa) и в арабидопсисе [39]. Исследование промоторов генов NCED3 позволило расширить представления о молекулярных механизмах формообразования у растений.
Белки экспансины участвуют в реорганизации клеточной стенки, влияя на размер клеток и рост растений [91, 92]. Устойчивость к засухе и засолению трансгенных растений арабидопсиса, экспрессирующих ген RhEXPA4 экспансина розы под контролем CaMV35S, сопровождалась изменением роста листьев, корней и снижением семенной продуктивности [92]. В зонах активного роста трансгенных растений арабидопсиса, несущих конструкцию RhEXPA4:uidA, активность промотора RhEXPA4 возрастала после действия соли, засухи и абсцизовой кислоты [92]. Для понимания регуляции гена PhEXPA1 экспансина A1 петунии активность его промотора была исследована в трансгенных петуниях [93]. Активность GUS присутствует в лепестках, чашелистиках, семяпочках, столбике и рыльце пестика, но не в пыльниках, что совпадает с районами растяжения клеток в процессе развития органов. Обнаружение окрашивания GUS в пазушных меристемах свидетельствует о том, что PhEXPA1 участвует в инициации элонгации стебля и роста пазушных почек. Изучение активности промотора предполагает участие PhEXPA1 в балансировании поддержания меристемы и инициации органов.
Растяжение тканей, во многом определяющее размер цветка гладиолуса, регулируется чувствительным к гиббереллину А3 промотором гена GgEXPA1 экспансина гладиолуса [94]. Промотор GgEXPA1 имеет высокую активность в молодых околоцветниках гладиолуса, а также в этиолированных гипокотилях и расширяющихся на свету семядолях арабидопсиса.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Использование генно-инженерных технологий для модификаций декоративных растений позволяет продемонстрировать широкий спектр существующих технологических возможностей. В данном обзоре мы постарались суммировать информацию о промоторах, их специфической активности и примерах использования. Уже получены первые результаты использования системы CRISPR/Cas9 для редактирования генов у дендробиума (Dendrobium officinale), лотоса (Lotus japonicas), хризантемы, ипомеи, петунии [26; 95–99]. Показано, что минимальные изменения в последовательности нативного промотора могут приводить к повышению экспрессии гена [100], изменению расположения пигментных пятен на лепестках [101]. Таким образом, в будущем геномное редактирование промоторных районов растений может приводить к успешным и предсказуемым изменениям в экспрессии природных генов [4]. Разнообразие промоторов, способных регулировать работу целевых генов определенным образом, позволяет понять механизмы многих протекающих в клетке процессов, а также является важнейшим инструментом для решения разнообразных задач биотехнологии декоративных растений.
Авторы выражают благодарность рецензентам за внимательное прочтение рукописи и критические замечания.
Работа поддержана бюджетным проектом № 0324-2019-0039.
Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов. Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с участием людей и животных в качестве объектов исследований.


СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Azadi P., Bagheri H., Nalousi A.M., Nazari F., Chandler S.F. Current status and biotechnological advances in genetic engineering of ornamental plants // Biotechnol. Adv. 2016. V. 34. P. 1073–1090.
  2. Noman A., Aqeel M., Deng J., Khalid N., Sanaullah T., Shuilin H. Biotechnological advancements for improving floral attributes in ornamental plants // Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 530. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00530
  3. Hernandez-Garcia C., Finer J.J. Identification and validation of promoters and cis-acting regulatory elements // Plant Sci. 2014. V. 217–218. P. 109–119.
  4. Pandiarajan R., Grover A. In vivo promoter engineering in plants: Are we ready? // Plant Sci. 2018. V. 277. P. 132–138.
  5. Rose A.B., Emami S., Bradnam K., Korf I. Evidence for a DNA-based mechanism of intron-mediated enhancement // Front. Plant Sci. 2011. V. 2. P. 98. https://doi.org/10.3389/fpls.2011.00098
  6. Gallegos J.E., Rose A.B. The enduring mystery of intron-mediated enhancement // Plant Sci. 2015. V. 237. P. 8–15.
  7. Grant T.N., De La Torre C.M., Zhang N., Finer J.J. Synthetic introns help identify sequences in the 5' UTR intron of the Glycine max polyubiquitin (Gmubi) promoter that give increased promoter activity // Planta. 2017. V. 245. P. 849–860.
  8. Matsumoto T.K., Keith L.M., Cabos R.Y., Suzuki J.Y., Gonsalves D., Thilmony R. Screening promoters for Anthurium transformation using transient expression // Plant Cell Rep. 2013. V. 32. P. 443–451.
  9. Wilmink A., van de Ven B.C.E., Dons J.J.M. Activity of constitutive promoters in various species from the Liliaceae // Plant Mol. Biol. 1995. V. 28. P. 949–955.
  10. Kamo K., Kim A.Y., Park S.H., Joung Y.H. The 5'UTR-intron of the Gladiolus polyubiquitin promoter GUBQ1 enhances translation efficiency in Gladiolus and Arabidopsis // BMC Plant Biol. 2012. V. 12. P. 79. https://doi.org/10.1186/1471-2229-12-79
  11. Peremarti A., Twyman R.M., Gómez-Galera S. Promoter diversity in multigene transformation // Plant Mol. Biol. 2010. V. 73. P. 363–378.
  12. Смирнова О.Г., Кочетов А.В. Промоторы пшеницы для экспрессии трансгенов // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2012. Т. 16. С. 224–231.
  13. Dutt M., Dhekney S.A., Soriano L., Kandel R., Grosser J.W. Temporal and spatial control of gene expression in horticultural crops // Hortic. Res. 2014. V. 1. P. 14047. https://doi.org/10.1038/hortres.2014.47
  14. Смирнова О.Г., Кочетов А.В. Промоторы генов растений, участвующих в защите от патогенов // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2014. Т. 18. С. 765–775.
  15. Nuccio M.L. A brief history of promoter development for use in transgenic maize applications // Methods Mol. Biol. 2018. V. 1676. P. 61–93.
  16. Smirnova O.G., Ibragimova S.S., Kochetov A.V. Simple database to select promoters for plant transgenesi // Transgenic Res 2012. V. 21. P. 429–437.
  17. Wen Z., Yang Y., Zhang J., Wang X., Singer S., Liu Z., Yang Y., Yan G., Liu Z. Highly interactive nature of flower-specific enhancers and promoters, and its potential impact on tissue-specific expression and engineering of multiple genes or agronomic traits // Plant Biotechnol. J. 2014. V. 12. P. 951–962.
  18. Dalal J. Simultaneous analysis of multiple promoters: an application of the PC-GW binary vector series // Plant synthetic promoters. Methods in Molecular Biology / Hehl R. (Ed.). Humana Press, NY. 2016. V. 1482. P. 189–218.
  19. Ganguly M., Roychoudhury A., Sarkar S.N., Sengupta D.N., Datta S.K., Datta K. Inducibility of three salinity/abscisic acid-regulated promoters in transgenic rice with gusA reporter gene // Plant Cell Rep. 2011. V. 30. P. 1617–1625.
  20. Ge H., Li X., Chen S., Zhang M., Liu Z., Wang J., Li X., Yang Y. The Expression of CARK1 or RCAR11 driven by synthetic promoters increases drought tolerance in Arabidopsis thaliana // Int. J. Mol. Sci. 2018. V. 19: e1945. https://doi.org/10.3390/ijms19071945
  21. Kamo K., Jordan R., Guaragna M.A., Hsu H.T., Ueng P. Resistance to Cucumber mosaic virus in Gladiolus plants transformed with either a defective replicase or coat protein subgroup II gene from Cucumber mosaic virus // Plant Cell Rep. 2010. V. 29. P. 695–704.
  22. Azadi P., Otang N.V., Supaporn H., Khan R.S., Chin D.P., Nakamura I., Mii M. Increased resistance to cucumber mosaic virus (CMV) in Lilium transformed with a defective CMV replicase gene // Biotechnol. Lett. 2011. V. 33. P. 1249–1255.
  23. Sun D., Zhang X., Li S., Jiang C.Z., Zhang Y., Niu L. LrABCF1, a GCN-type ATP-binding cassette transporter from Lilium regale, is involved in defense responses against viral and fungal pathogens // Planta. 2016. V. 244. P. 1185–1199.
  24. Núñez de Cáceres González F.F., Davey M.R., Cancho Sanchez E., Wilson Z.A. Conferred resistance to Botrytis cinerea in Lilium by overexpression of the RCH10 chitinase gene // Plant Cell Rep. 2015. V. 34. P. 1201–1209.
  25. Vieira P., Wantoch S., Lilley C.J., Chitwood D.J., Atkinson H.J., Kamo K. Expression of a cystatin transgene can confer resistance to root lesion nematodes in Lilium longiflorum cv. 'Nellie White' // Transgenic Res. 2015. V. 24. P. 421–432.
  26. Kui L., Chen H., Zhang W., He S., Xiong Z., Zhang Y., Yan L., Zhong C., He F., Chen J., Zeng P., Zhang G., Yang S., Dong Y., Wang W., Cai J. Building a genetic manipulation tool box for orchid biology: identification of constitutive promoters and application of CRISPR/Cas9 in the Orchid, Dendrobium officinale // Front. Plant Sci. 2017. V. 7. P. 2036. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.02036
  27. Kamo K., Aebig J., Guaragna M.A., James C., Hsu H.T., Jordan R. Gladiolus plants transformed with single-chain variable fragment antibodies to cucumber mosaic virus // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2012. V. 110. P. 13–21.
  28. Joung Y.H., Kamo K. Expression of a polyubiquitin promoter isolated from Gladiolus // Plant Cell Rep. 2006. V. 25. P. 1081–1088.
  29. Kamo K., Joung Y.H., Green K. GUS expression in Gladiolus plants controlled by two Gladiolus ubiquitin promoters // Floriculture Ornamental Biotechnol. 2009. V. 3. P. 10–14.
  30. Petty L.M., Pharberd N., Carré I.A., Thomas B., Jackson S.D. Expression of the Arabidopsis gai gene under its own promoter causes a reduction in plant height in chrysanthemum by attenuation of the gibberellin response // Plant Science. 2003. V. 164. P. 175–182.
  31. Lütken H., Jensen L.S., Topp S.H., Mibus H., Müller R., Rasmussen S.K. Production of compact plants by overexpression of AtSHI in the ornamental Kalanchoë // Plant Biotechnol. J. 2010. V. 8. P. 211–222.
  32. Hong J.K., Suh E.J., Kwon S.-J., Lee S.B., Kim J.A., Lee S.I., Lee Y.-H. Promoter of chrysanthemum actin confers high-level constitutive gene expression in Arabidopsis and chrysanthemum // Sci. Hortic. 2016. V. 211. P. 8–18.
  33. Annadana S., Mlynárová L., Udayakumar M., de Jong J. The potato Lhca3.St.1 promoter confers high and stable transgene expression in chrysanthemum, in contrast to CaMV-based promoters // Mol. Breed. 2001. V. 8. P. 335–344.
  34. Aida R., Ohira K., Tanaka Y., Kishimoto S., Shibata M., Ohmiya A. Efficient transgene expression in chrysanthemum, Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitamura, by using the promoter of a gene for chrysanthemum chlorophyll-a/b-binding protein // Breed Sci. 2004. V. 54. P. 51–58.
  35. Outchkourov N.S., Peters J., de Jong J., Rademakers W., Jongsma M.A. The promoter-terminator of chrysanthemum rbcS1 directs very high expression levels in plants // Planta 2003. V. 216. P. 1003–1012.
  36. Aida R, Nagaya S, Yoshida K, Kishimoto S., Shibata M., Ohmiya A. Efficient transgene expression in chrysanthemum, Chrysanthemum morifolium Ramat., with the promoter of a gene for tobacco elongation factor 1 α protein // JARQ. 2005. V. 39. P. 269–274.
  37. Hong B., Tong Z., Ma C., Kasuga, M., Yamaguchi-Shinozaki K., Gao J. Heterologous expression of the AtDREB1A gene in chrysanthemum increases drought and salt stress tolerance // Sci. China C. Life Sci. 2006. V. 49. P. 436–445.
  38. Sakamoto H., Maruyama K., Sakuma Y., Meshi T., Iwabuchi M., Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Arabidopsis Cys2/His2-type zinc-finger proteins function as transcription repressors under drought, cold, and high-salinity stress conditions // Plant Physiol. 2004. V. 136. P. 2734–2746.
  39. Chen H.C., Hwang S.G., Chen S.M., Shii C.T., Cheng W.H. ABA-mediated heterophylly is regulated by differential expression of 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase 3 in lilies // Plant Cell Physiol. 2011. V. 52. P. 1806–1821.
  40. Clark D.G., Dervinis C., Barrett J.E., Klee H., Jones M. Drought-induced leaf senescence and horticultural performance of transgenic PSAG12-IPT petunias // J. Am. Soc. Hortic. Sci. 2004. V. 129. P. 93–99.
  41. Khodakovskaya M., Li Y., Li J., Vankova R., Malbeck J., McAvoy R. Effects of cor15a-IPT gene expression on leaf senescence in transgenic Petunia x hybrida and Dendranthema x grandiflorum // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. V. 1165–1175.
  42. Bhuiyan N.H., Hamada A., Yamada N., Rai V., Hibino T., Takabe T. Regulation of betaine synthesis by precursor supply and choline monooxygenase expression in Amaranthus tricolor // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 4203–4212.
  43. Chang H., Jones M.L., Banowetz G.M., Clark D.G. Overproduction of cytokinins in petunia flowers transformed with P(SAG12)-IPT delays corolla senescence and decreases sensitivity to ethylene // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 2174–2183.
  44. García-Sogo B., Pineda B., Roque E., Antón T., Atarés A., Borja M., Beltrán J.P., Moreno V., Cañas L.A. Production of engineered long-life and male sterile Pelargonium plants // BMC Plant Biol. 2012. V. 12. P. 156. https://doi.org/10.1186/1471-2229-12-156
  45. Lai Q.X., Bao Z.Y., Zhu Z.J., Qian Q.Q., Mao B.Z. Effects of osmotic stress on antioxidant enzymes activities in leaf discs of PSAG12-IPT modified gerbera // J. Zhejiang Univ. Sci. B. 2007. V. 8. P. 458–464.
  46. Zakizadeh H., Lütken H., Sriskandarajah S., Serek M., Müller R. Transformation of miniature potted rose (Rosa hybrida cv. ‘Linda’) with P(SAG12)-ipt gene delays leaf senescence and enhances resistance to exogenous ethylene // Plant Cell Rep. 2013. V. 32. P. 195–205.
  47. Faiss M., Zalubìlová J., Strnad M., Schmülling T. Conditional transgenic expression of the ipt gene indicates a function for cytokinins in paracrine signaling in whole tobacco plants // Plant J. 1997. V. 12. P. 401–415.
  48. Zeng X.F., Zhao D.G. Expression of IPT in Asakura-sanshoo (Zanthoxylum piperitum (L.) DC. f. inerme Makino) alters tree architecture, delays leaf senescence, and changes leaf essential oil composition // Plant Mol. Biol. Report. 2016. V. 34. P. 649–658.
  49. Xu X., Jiang C.Z., Donnelly L., Reid M.S. Functional analysis of a RING domain ankyrin repeat protein that is highly expressed during flower senescence // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 3623–3630.
  50. Gubrium E.K., Clevenger D.J., Clark D.G., Barrett J.E., Nell T.A. Reproduction and horticultural performance of transgenic ethylene in sensitive petunias // J. Am. Soc. Hort. Sci. 2000. V. 125. P. 277–281.
  51. Bovy A.G., Angenent G.C., Dons H.J.M., van Altvorst A.C. Heterologous expression of the Arabidopsis etr1-1 allele inhibits the senescence of carnation flowers // Mol. Breed. 1999. V. 5. P. 301–308.
  52. Sanikhani M., Mibus H., Stummann B.M., Serek M. Kalanchoe blossfeldiana plants expressing the Arabidopsis etr1-1 allele show reduced ethylene sensitivity // Plant Cell Rep. 2008. V. 27. P. 729–737.
  53. Baker S.S., Wilhelm K.S., Thomashow M.F. The 5'-region of Arabidopsis thaliana cor15a has cis-acting elements that confer cold-, drought- and ABA-regulated gene expression // Plant Mol. Biol. 1994. V. 24. P. 701–713.
  54. Imai A., Takahashi S., Nakayama K., Satoh H. The promoter of the carotenoid cleavage dioxygenase 4a-5 gene of Chrysanthemum morifolium (CmCCD4a-5) drives petal-specific transcription of a conjugated gene in the developing flower // J. Plant Physiol. 2013. V. 170. P. 1295–1299.
  55. Liu Y., Lou Q., Xu W., Xin Y., Bassett C., Wang Y. Characterization of a chalcone synthase (CHS) flower-specific promoter from Lilium orential 'Sorbonne' // Plant Cell Rep. 2011. V. 30. P. 2187–2194.
  56. Kim D.H., Park S., Lee J.Y., Ha S.H., Lim S.H. Enhancing flower color through simultaneous expression of the B-peru and mPAP1 transcription factors under control of a flower-specific promoter // Int. J. Mol. Sci. 2018. V. 19: e309. https://doi.org/10.3390/ijms19010309
  57. Azuma M., Morimoto R., Hirose M., Morita Y., Hoshino A., Iida S., Oshima Y., Mitsuda N., Ohme-Takagi M., Shiratake K. A petal-specific InMYB1 promoter from Japanese morning glory: A useful tool for molecular breeding of floricultural crops // Plant Biotechnol. J. 2016. V. 14. P. 354–363.
  58. Boase M., Brendolise C., Wang L., Ngo H., Espley R., Hellens R., Schwinn K.E., Davies K.M., Albert N.W. Failure to launch: the self-regulating Md-MYB10 R6 gene from apple is active in flowers but not leaves of Petunia // Plant Cell Rep. 2015. V. 34. P. 1817–1823.
  59. Brendolise C., Espley R.V., Lin-Wang K., Laing W., Peng Y., McGhie T., Dejnoprat S., Tomes S., Hellens R.P., Allan A.C. Multiple copies of a simple MYB-binding site confers trans-regulation by specific flavonoid-related R2R3 MYBs in diverse species // Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 1864. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01864
  60. Lim S.H., Sohn S.H., Kim D.H., Kim J.K., Lee J.Y., Kim Y.M., Ha S.H. Use of an anthocyanin production phenotype as a visible selection marker system in transgenic tobacco plant // Plant Biotechnol. Rep. 2012. V. 6. P. 203–211.
  61. Katsumoto Y., Fukuchi-Mizutani M., Fukui Y., Brugliera F., Holton T.A., Karan M., Nakamura N., Yonekura-Sakakibara K., Togami J., Pigeaire A., Tao G.Q., Nehra N.S., Lu C.Y., Dyson B.K., Tsuda S., et al. Engineering of the rose flavonoid biosynthetic pathway successfully generated blue-hued flowers accumulating delphinidin // Plant Cell Physiol. 2007. V. 48. P. 1589–1600.
  62. Takatsu Y., Hayashi M., Sakuma F. Transgene inactivation in Agrobacterium-mediated chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitamura) transformants // Plant Biotechnol. 2000. V. 17. P. 241–245.
  63. Noda N., Aida R., Kishimoto S., Ishiguro K., Fukuchi-Mizutani M., Tanaka Y., Ohmiya A. Genetic engineering of novel bluer-colored chrysanthemums produced by accumulation of delphinidin-based anthocyanins // Plant Cell Physiol. 2013. V. 54. P. 1684–1695.
  64. Brugliera F., Tao G.Q., Tems U., Kalc G., Mouradova E., Price K., Stevenson K., Nakamura N., Stacey I., Katsumoto Y., Tanaka Y., Mason J.G. Violet/blue chrysanthemums-metabolic engineering of the anthocyanin biosynthetic pathway results in novel petal colors // Plant Cell Physiol. 2013. V. 54. P. 1696–1710.
  65. Noda N., Yoshioka S., Kishimoto S., Nakayama M., Douzono M., Tanaka Y., Aida R. Generation of blue chrysanthemums by anthocyanin B-ring hydroxylation and glucosylation and its coloration mechanism // Sci. Adv. 2017. V. 3: e1602785. https://doi.org/10.1126/sciadv.1602785
  66. van der Meer I.M., Brouwer M., Spelt C.E., Mol J.N., Stuitje A.R. The TACPyAT repeats in the chalcone synthase promoter of Petunia hybrida act as a dominant negative cis-acting module in the control of organ-specific expression // Plant J. 1992. V. 2. P. 525–535.
  67. Du L., Lou Q., Zhang X., Jiao S., Liu Y., Wang Y. Construction of flower-specific chimeric promoters and analysis of their activities in transgenic Torenia // Plant Mol. Biol. Rep. 2014. V. 32. P. 234–245.
  68. Nishihara M., Shimoda T., Nakatsuka T., Arimura G. Frontiers of torenia research: innovative ornamental traits and study of ecological interaction networks through genetic engineering // Plant Methods. 2013. V. 9. P. 23. https://doi.org/10.1186/1746-4811-9-23
  69. Annadana S., Beekwilder M.J., Kuipers G., Visser P.B., Outchkourov N., Pereira A., Udayakumar M., De Jong J., Jongsma M.A. Cloning of the chrysanthemum UEP1 promoter and comparative expression in florets and leaves of Dendranthema grandiflora // Transgenic Res. 2002. V. 11. P. 437–445.
  70. Sasaki K., Yamaguchi H., Narumi T., Shikat M., Oshima Y., Nakata M., Mitsuda N., Ohme-Takagi M., Ohtsubo N. Utilization of a floral organ-expressing AP1 promoter for generation of new floral traits in Torenia fournieri Lind // Plant Biotechnol. 2011. V. 28. P. 181–188.
  71. Tanaka Y., Oshima Y., Yamamura T., Sugiyama M., Mitsuda N., Ohtsubo N., Ohme-Takagi M., Terakawa T. Multi-petal cyclamen flowers produced by AGAMOUS chimeric repressor expression // Sci. Rep. 2013. V. 3. P. 2641. https://doi.org/10.1038/srep02641
  72. Narumi T., Aida R., Koyama T., Yamaguchi H., Sasaki K., Shikata M., Nakayama M., Ohme-Takagi M., Ohtsubo N. Arabidopsis chimeric TCP3 repressor produces novel floral traits in Torenia fournieri and Chrysanthemum morifolium // Plant Biotechnol. 2011. V. 28. P. 131–140.
  73. Sasaki K., Yamaguchi H., Kasajima I., Narumi T., Ohtsubo N. Generation of novel floral traits using a combination of floral organ-specific promoters and a chimeric repressor in Torenia fournieri Lind // Plant Cell Physiol. 2016. V. 57. P. 1319–1331.
  74. Kasajima I., Ohtsubo N., Sasaki K. Combination of Cyclamen persicum Mill. floral gene promoters and chimeric repressors for the modification of ornamental traits in Torenia fournieri Lind // Hortic. Res. 2017. V. 4. P. 17008. https://doi.org/10.1038/hortres.2017.8
  75. Kobayashi H., Oikawa Y., Koiwa H., Yamamura S. Flower-specific gene expression directed by the promoter of a chalcone synthase gene from Gentiana triflora in Petunia hybrida // Plant Sci. 1998. V. 131. P. 173–180.
  76. Jeknić Z., Jeknić S., Jevremović S., Subotić A., Chen T.H. Alteration of flower color in Iris germanica L. 'Fire Bride' through ectopic expression of phytoene synthase gene (crtB) from Pantoea agglomerans // Plant Cell Rep. 2014. V. 33. P. 1307–1321.
  77. Chiou C.Y., Wu K., Yeh K.W. Characterization and promoter activity of chromoplast specific carotenoid associated gene (CHRC) from Oncidium Gower Ramsey // Biotechnol. Lett. 2008. V. 30. P. 1861–1866.
  78. Chiou C.Y., Yeh K.W. Differential expression of MYB gene (OgMYB1) determines color patterning in floral tissue of Oncidium Gower Ramsey // Plant Mol. Biol. 2008. V. 66. P. 379–388.
  79. Gómez M.D., Beltrán J.P., Cañas L.A. The pea END1 promoter drives anther-specific gene expression in different plant species // Planta. 2004. V. 219. P. 967–981.
  80. García-Sogo B., Pineda B., Castelblanque L., Antón T., Medina M., Roque E., Torresi C., Beltrán J.P., Moreno V., Cañas L.A. Efficient transformation of Kalanchoe blossfeldiana and production of male-sterile plants by engineered anther ablation // Plant Cell Rep. 2010. V. 29. P. 61–77.
  81. Singh M., Bhalla P.L., Xu H., Singh M.B. Isolation and characterization of a flowering plant male gametic cell-specific promoter // FEBS Lett. 2003. V. 542. P. 47–52.
  82. Lauri A., Xing S., Heidmann I., Saedler H., Zachgo S. The pollen-specific DEFH125 promoter from Antirrhinum is bound in vivo by the MADS-box proteins DEFICIENS and GLOBOSA // Planta. 2006. V. 224. P. 61–71.
  83. Hsu S.W., Liu M.C., Zen K.C., Wang C.S. Identification of the tapetum/microspore-specific promoter of the pathogenesis-related 10 genes and its regulation in the anther of Lilium longiflorum // Plant Sci. 2014. V. 215–216. P. 124–133.
  84. Liu M.C., Yang C.S., Yeh F.L., Wei C.H., Jane W.N., Chung M.C., Wang C.S. A novel lily anther-specific gene encodes adhesin-like proteins associated with exine formation during anther development // J. Exp. Bot. 2014. V. 65. P. 2023–2037.
  85. Ueda K., Ono M., Iwashita J., Wabiko H., Inoue M. Generative cell-specific activation of the histone gH2A gene promoter of Lilium longiflorum in tobacco // Sex. Plant Reprod. 2012. V. 25. P. 247–255.
  86. Tissier A. Trichome specific expression: promoters and their applications // Transgenic plants - advances and limitations / PhD. Yelda Ozden Çiftçi (Ed.). InTech, 2012. P. 353–378.
  87. Guitton Y., Nicole F., Moja S., Valot N., Legrand S., Jullien F., Legendre L. Differential accumulation of volatile terpene and terpene synthase mRNAs during lavender (Lavandula angustifolia and L. x intermedia) inflorescence development // Physiol. Plantarum. 2010. V. 138. P. 150–163.
  88. Biswas K.K., Foster A.J., Aung T., Mahmoud S.S. Essential oil production: relationship with abundance of glandular trichomes in aerial surface of plants // Acta Physiol. Plant. 2009. V. 31. P. 13–19.
  89. Koeduka T., Orlova I., Baiga T.J., Noel J.P., Dudareva N., Pichersky E. The lack of floral synthesis and emission of isoeugenol in Petunia axillaris subsp. parodii is due to a mutation in the isoeugenol synthase gene // Plant J. 2009. V. 58. P. 961–969.
  90. Sultana S., Hu H., Gao L., Mao J., Luo J., Jongsma M.A., Wang C. Molecular cloning and characterization of the trichome specific chrysanthemyl diphosphate/chrysanthemol synthase promoter from Tanacetum cinerariifolium // Sci. Hortic. 2015. V. 185. P. 193–199.
  91. Sampedro J., Cosgrove D.J. The expansin superfamily // Genome Biol. 2005. V. 6. P. 242. https://doi.org/10.1186/gb-2005-6-12-242
  92. Lü P., Kang M., Jiang X., Dai F., Gao J., Zhang C. RhEXPA4, a rose expansin gene, modulates leaf growth and confers drought and salt tolerance to Arabidopsis // Planta. 2013. V. 237. P. 1547–1559.
  93. Zenoni S., Fasoli M., Tornielli G.B., Dal Santo S., Sanson A., de Groot P., Sordo S., Citterio S., Monti F., Pezzotti M. Overexpression of PhEXPA1 increases cell size, modifies cell wall polymer composition and affects the timing of axillary meristem development in Petunia hybrid // New Phytol. 2011. V. 191. P. 662–677.
  94. Azeez A., Sane A.P., Tripathi S.K., Bhatnagar D., Nath P. The gladiolus GgEXPA1 is a GA-responsive alpha-expansin gene expressed ubiquitously during expansion of all floral tissues and leaves but repressed during organ senescence // Postharvest Biol. Technol. 2010. V. 58. P. 48–56.
  95. Wang L., Wang L., Tan Q., Fan Q., Zhu H., Hong Z., Zhang Z., Duanmu D. Efficient inactivation of symbiotic nitrogen fixation related genes in Lotus japonicas using CRISPR-Cas9 // Front. Plant Sci. 2016. V. 7. P. 1333. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01333
  96. Kishi-Kaboshi M., Aida R., Sasaki K. Generation of gene-edited Chrysanthemum morifolium using multicopy transgenes as targets and markers // Plant Cell Physiol. 2017. V. 58. P. 216–226.
  97. Watanabe K., Kobayashi A., Endo M., Sage-Ono K., Toki S., Ono M. CRISPR/Cas9-mediated mutagenesis of the dihydroflavonol-4-reductase-B (DFR-B) locus in the Japanese morning glory Ipomoea (Pharbitis) nil // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 10028. https://doi.org/10.1038/s41598-017-10715-1
  98. Shibuya K., Watanabe K., Ono M. CRISPR/Cas9-mediated mutagenesis of the EPHEMERAL1 locus that regulates petal senescence in Japanese morning glory // Plant Physiol. Biochem. 2018. V. 131. P. 53–57.
  99. Kishi-Kaboshi M., Aida R., Sasaki K. Genome engineering in ornamental plants: Current status and future prospects // Plant Physiol. Biochem. 2018. V. 131. P. 47–52.
  100. Zhang N., McHale L.K., Finer J.J. Changes to the core and flanking sequences of G-box elements lead to increases and decreases in gene expression in both native and synthetic soybean promoters // Plant Biotechnol. J. 2018. https://doi.org/10.1111/pbi.13010
  101. Jiang P., Rausher M. Two genetic changes in cis-regulatory elements caused evolution of petal spot position in Clarkia // Nat. Plants. 2018. V. 4. P. 14–22.