УДК 581.1

Фотодыхание: роль в продукционном процессе и в эволюции С4 растений

© 2018 г. З. Ф. Рахманкулова

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН, Москва

Поступил в редакцию 30.05.2017 г.

 

В обзоре обобщены современные представления о фотодыхании, его роли в продукционном процессе, в редокс регуляции и в интеграции энерготрансформирующих процессов в фотосинтезирующей клетке, а также в эволюции С4 растений. Особое внимание уделено методам изучения фотодыхания. Рассмотрены основные стратегии, направленные на улучшение интенсивности фотосинтеза и роста растений путем манипулирования фотодыханием с использованием современных технологий.

 

Ключевые слова: С2-фотосинтез – редокс-баланс – альтернативные и трансгенные пути фотодыхания

 

________________________________

Сокращения: КМ – клетки мезофилла; КО – клетки обкладки; ПКС – программируемая клеточная смерть; ПТМ – пост-трансляционные модификации; РНУ – растворенный неорганический углерод; ТД – темновое митохондриальное дыхание; УКМ – углерод-концентрирующий механизм; УКП – углекислотный компенсационный пункт; ФГ – фосфогликолат; 3-ФГК – 3-фосфоглицериновая кислота; ФД – фотодыхание; Grx – глутаредоксин; Trx – тиоредоксин. Сокращения в названии ферментов представлены в таблице.

Адрес для корреспонденции: Рахманкулова Зульфира Фаузиевна. 127276 Москва, Ботаническая ул., 35. Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН. Электронная почта: Zulfirar@mail.ru

 

Введение

Фотодыхание (ФД) – это активируемый светом биохимический процесс, сопровождающийся выделением СО2 и поглощением О2, в основе которого лежит гликолатный путь. По первичному продукту 2-фосфогликолату (2ФГ) данный путь иногда называют С2-цикл или С2-фотосинтез [1]. ФД тесно связано с процессом фотосинтетической ассимиляции CO2 и представляет собой один из основных метаболических путей углеродного обмена в фотосинтезирующих организмах, от цианобактерий до высших растений [2]. По-видимому, фотодыхание является важным древним вспомогательным метаболическим процессом, который позволяет растениям успешно существовать в атмосфере, содержащей высокую концентрацию O2 [3]. ФД инициируется конкуренцией O2 с CO2 в активном центре универсального карбоксилирующего фермента рибулоза 1,5-бисфосфат карбоксилаза /оксигеназа (Рубиско), в результате, в течение дня образуется большое количество токсичного 2-ФГ, который, при участии фотодыхания, превращается в полезное промежуточное соединение цикла Кальвина-Бенсона 3-фосфоглицерат (3-ФГК). Гликолатный цикл является примером субклеточного метаболического интегрирования в высших растениях, для его осуществления требуется согласованное действие многих пластидных, пероксисомальных, митохондриальных, а также цитозольных ферментов.

На сегодняшний день известно, что фотодыхание выполняет в растительных организмах ряд важных функций: участвует в ассимиляции азота [4]; биосинтезе аминокислот [5]; предотвращает накопление токсичных промежуточных продуктов (фосфогликолата, глиоксилата) [6]; защищает от фотоингибирования – ФД может использовать излишки НАДФН и АТФ, образованные в световой фазе фотосинтеза, препятствуя перевосстановлению хлоропластов [7]; защищает от избытка О2. В тоже время ФД является главным источником Н2О2 в растениях. Обсуждается участие ФД в сигнальных путях и защитных реакциях при действии биотических и абиотических факторов [7]. ФД принимает участие в экспортной функции из донорного листа [8], в поддержании клеточного окислительно-восстановительного баланса, а также в регуляции и интеграции биоэнергетических процессов в растительной клетке [9, 10].

За последние 15 лет в связи с возросшим интересом к проблеме изменения климата и необходимостью повышения продуктивности сельскохозяйственных культур, а также разработкой новых методических подходов [11], наблюдается активизация исследований фотодыхания. В 2015 г. в Варнемюнде (Германия) состоялся семинар “Фотодыхание − ключ к повышению урожая”, на котором подавление ФД, процесса, сопровождающегося значительными потерями CO2 и энергии, было признано перспективной целью в выращивании более продуктивных культур [12]. На основе современного понимания регуляторной, сигнальной и функциональной значимости отдельных этапов гликолатного пути, активно предпринимаются попытки создания трансгенных растений с обходными фотодыхательными путями [6, 13], приводящими к подавлению фотодыхательной функции и повышению биопродуктивности важнейших сельскохозяйственных и биотопливных культур [14]. Использование метаболомного и транскриптомного подходов позволили дать общесистемную характеристику ФД и исследовать его метаболические взаимодействия с метаболизмом всего растения [15, 16]. Было экспериментально доказано, что ФД является центральным игроком в “тонкой настройке” важных метаболических функций, таких как ассимиляция азота, биосинтез аминокислот, цикл Кальвина-Бенсона, дыхание и клеточный окислительно-восстановительный баланс [17]. Генетический анализ показал, что ФД имеет важное значение для всех фотосинтезирующих организмов, поскольку мутации генов, кодирующих ключевые фотодыхательные ферменты, часто приводят к летальности [18]. Исследования С4-растений не только подтвердили, что ФД необходимо для этих растений [19], но также представили доказательства важной роли ФД в эволюции C4 фотосинтеза [1, 20] и биологическом разнообразии [21]. Активно изучаются антиоксидантная и протекторная функции ФД [7].

Целью данной работы явилось обобщение современных представлений о метаболизме и регуляции фотодыхания, о его роли в поддержании клеточного редокс гомеостаза и интеграции метаболических и энерготрансформирующих процессов в клетке, а также об участии ФД в продукционном процессе и формировании С4 фотосинтеза на основе литературных и собственных данных.

 

Общая характеристика фотодыхания и его связь с другими метаболическими путями

ФД это циклический процесс, который связывает три типа органелл в клетке: хлоропласты, митохондрии и пероксисомы (рис. 1). Эти органеллы тесно контактируют между собой, хотя по размерам могут сильно отличаться. Именно такое расположение определяет интенсивный процесс ФД. Начинается фотодыхательный цикл в хлоропластах, где в результате оксигеназной функции Рубиско окисляется РуБФ с образованием фосфогликолата, который превращается в гликолевую кислоту (гликолат). Гликолат с помощью пластидного гликолат глицератного транслокатора транспортируется в пероксисомы, где окисляется до глиоксилата с участием глиоксилат оксидазы (ГО) (таблица). Известно, что пероксисома главный источник Н2О2 в клетке. В пероксисоме находится большое количество кристаллической каталазы, главная функция которой нейтрализовать Н2О2, образованную при ФД. Далее в пероксисомах происходит реакция аминирования глиоксилата. Донором аминогруппы служит глутамат – катализируется реакция глутамат:глиоксилат аминотрансферазой (ГГАТ). Образующийся глицин переносится в митохондрии, где из двух его молекул через промежуточную стадию метилен-тетрагидрофолата образуется серин. При этом выделяется СО2, образуется аммиак (NH3), который поступает в хлоропласт, и НАДН, который, как правило, окисляется в дыхательной ЭТЦ с участием альтернативных дегидрогеназ 2 типа и альтернативной оксидазы. Катализируют данные реакции глициндекарбоксилазный комплекс (ГДК) и серин-гидрооксиметилтрансфераза (СГМТ). Далее серин возвращается в пероксисомы, где превращается в гидрооксипируват с участием серин:глиоксилат аминотрансферазы (СГАТ). Гидрооксипируват восстанавливается до глицерата под действием гидрооксипируватредуктазы (ГПР). В реакции в качестве кофактора участвует НАДН, который импортируется в пероксисому при помощи малат/
оксалоацетатного шатла и высвобождается пероксисомальной малатдегидрогеназой
[6]. Глицерат транспортируется в хлоропласты, где фосфорилируется глицерат-киназой (ГЛК) до фосфоглицерата.

Поскольку ФД локализовано в трех органеллах, то большое значение имеют транслокаторы. Хлоропластный транспорт осуществляют: пластидный гликолат глицератный транслокатор (ПЛГГТ), а также оксоглутарат/малат (ДИТ1) и глутамат/малат (ДИТ2) дикарбоксилатные транспортеры (рис.1). В пероксисомальном транспорте принимают участие анион-селективные порин-подобные каналы. Митохондриальный транспорт представляет система антипорта для двух аминокислот. Причем пассивная диффузия может доминировать над активным транспортом при высоких концентрациях глицина и серина.

Фотодыхательный азотный цикл – одна из важных функций ФД. Аммиак образованный в митохондриях частично выделяется из клетки, а большая его часть фиксируется в хлоропластах, где при участии системы глутаминсинтаза/глутамин:оксоглутарат аминотрансфераза (Fd-зависимая) (ГС/ГОГАТ) глутамин преобразуется до глутамата (рис. 1). Глутамат поступает в пероксисому, где взаимодействует с фотодыхательным глиоксилатом (фермент глиоксилат:глутамат аминотрансфераза) и получается глицин, который поступает в митохондрии. Используя транскриптомный анализ дикого типа Lotus japonicus и Гс2-мутантов, выращенных при различных концентрациях азота, С.Pérez-Delgado с соавторами [22] показали, что ассимиляция первичного азота и ФД являются транскрипционно ко-регулируемыми. Также были идентифицированы возможные факторы транскрипции, опосредующие этот скоординированный ответ.

За последние годы накоплена информация о том, что помимо основного фотодыхательного пути в каждой органелле, участвующей в ФД, присутствуют альтернативные обходные варианты гликолатного цикла, которые активируются в неблагоприятных условиях и обеспечивают высокий уровень метаболической гибкости данного процесса [6] (рис. 1). На арабидопсисе показано, что все известные на сегодня альтернативные пути начинаются с гликолата (в хлоропластах) или глиоксилата (в пероксисомах). В хлоропластах главная функция альтернативного пути – защита от оксигенного фотосинтеза. На сильном свету, при высокой концентрации О2 гликолат при участии гликолатдегидрогеназы превращается в глиоксилат и затем окисляется перекисью в формиат, который декарбоксилируется формиатдегидрогеназой (рис. 1А). В пероксисомах альтернативный путь также выполняет функцию защиты от Н2О2 и активируется при недостатке азота, поскольку не связан с переаминированием глицина. Глиоксилат окисляется перекисью в формиат, который выходит в цитоплазму (или поступает в митохондрию) и при участии формилтетрагидрофолат-синтетазы (ФТГФс) превращается формил-тетрагидрофолат (НСО-TГФ), который дегидрируется метенил-TГФ-циклогидролазой в метенил-TГФ(СН3-TГФ). Затем при участии 5,10-метенил-TГФ-дегидрогеназы превращается в метилен-TГФ (СН2-TГФ), который в митохондриях преобразуется в серин, который включается в основной путь (рис.1Б). В митохондриях альтернативный путь активируется при недостатке азота или глутамата. Гликолат из хлороплатов переходит в митохондрии, где при участии гликолатдегидрогеназы (митохондриальной) превращается в глиоксилат и затем в глицин (рис.1В). Таким образом, в каждой органелле есть свой альтернативный путь, выполняющий защитную функцию от фотоокисления, от избытка О2 и АФК, или участвующий в регуляции ассимиляции азота. Изучение и понимание функционирования альтернативных путей ФД имеет не только научный интерес, но и большое практическое значение, поскольку позволяет создавать трансгенные растения, которые дают возможность, не подавляя полностью ФД, сократить фотодыхательные потери [6].

ФД тесно связано с фотосинтезом: О2 и СО2 конкурируют друг с другом за общий ключевой фермент Рубиско, это создает возможность метаболизма углерода по 2-м путям. По сути ФД это надстройка к циклу Кальвина, в ходе функционирования которой примерно 25-55% СО2 ассимилированного в процессе фотосинтеза, теряется. Первичный продукт ФД 2-ФГ нелегко интегрируется в метаболизм растений и является сильным ингибитором фотосинтетических ферментов [23]. Поэтому ФД часто рассматривается как способ очистки от 2-ФГ, поскольку он преобразует это токсичное вещество обратно в 3- ФГК, который может повторно войти в цикл Кальвина [5]. Тесная метаболическая связь между ФД и фотосинтезом проявляется и во взаимосвязи некоторых ключевых фотодыхательных ферментов и карбоксилазной функции Рубиско. Например, изучение роли гликолат оксидазы на трансгенных растениях риса, несущих ген под эстрадиол-индуцированным промотором, показало, что после обработки эстрадиолом активность ГO снижается до 90% и это приводит к снижению роста побегов и корней, к активации глиоксилатного пути в пероксисомах и подавлению интенсивности видимого фотосинтеза за счет снижения уровня экспрессии генов Рубиско и подавления его карбоксилазной активности [24]. Показана также регуляторная роль глициндекарбоксилазы в интенсивности фотосинтеза и росте растений. На трансгенных растениях с оверэкспрессией Н-белка ГДК наблюдалась активация карбоксилазной функции Рубиско по принципу обратной связи, увеличение скорости оборота цикла Кальвина, гликолатного пути, сырой и сухой массы растений, а также скорости транспорта электронов в фотосинтетической ЭТЦ [15, 25]. Таким образом, имеются доказательства того, что не только темновая, но и световая стадия фотосинтеза связаны с ФД. В гликолатном пути могут участвовать АТФ и восстановленный ферредоксин из фотосинтетической ЭТЦ. Установлена особая роль ФД в регуляции фотосинтетического электронного транспорта при изменяющихся условиях освещения [26].

Фотодыхание и темновое митохондриальное дыхание (ТД) имеют ряд сходных, но и ряд принципиально отличных свойств и характеристик. Эти процессы одинаковы по СО2 и О2-газообмену, но различаются биохимическими путями, локализацией, субстратом, зависимостью от света и концентрации О2, а также физиологическими функциями. Проведенный недавно мета-анализ метаболических изменений в трансгенных линиях с измененной экспрессией фотодыхательных и дыхательных ферментов выявил тесную связь между ФД и метаболизмом 2-оксоглутарата, включая цикл трикарбоновых кислот (ЦТК) и шунт гамма-аминомасляной кислоты [27]. Использование маркировки стабильным изотопом углерода 13C выявило сильное влияние сниженной активности митохондриальной малатдегидрогеназы на ФД [28]. Данный фермент катализирует взаимопревращение малата и оксалоацетата в цикле Кребса. Активность митохондриальной малатдегидрогеназы имеет важное значение для переноса восстановителей из митохондрий в пероксисомы, необходимого для поддержания фотодыхательных потоков. Установлена также связь между ФД и митохондриальным электронным транспортом. На двойном мутанте A. thaliana с отсутствием генов, кодирующих карбоангидразы КА1 и КA2, входящих в состав I дыхательного комплекса, было показано, что трансформация сопровождается уменьшением белков, участвующих в световых реакциях фотосинтеза, цикле Кальвина, биосинтезе тетрапиррола и ФД, что, несомненно, приводит к значительной задержке роста и развития растений [29].

ФД необходимо для всех организмов, имеющих в основе метаболизма кислородный фотосинтез, начиная с цианобактерий и включая все эукариотические фототрофы: от водорослей до высших растений [30]. Эволюция фотодыхательного метаболизма началась с цианобактерий и привела к высококомпартментированному пути в растениях. С использованием филогенетического анализа белков, участвующих в метаболизме 2ФГ и в образовании различных углерод-концентрирующих механизмов (УКМ), было показано, что фотодыхательные ферменты сосудистых растений имеют различное происхождение. Некоторые белки в растительной клетке получены от цианобактерий как предков хлоропластов, а другие от гетеротрофных бактерий как предков митохондрий. Только фосфогликолатфосфатаза произошла от Archaea. Предполагается наличие ранней и непрерывной коэволюции ФД и фотосинтеза, начиная с цианобактерий, через водоросли до наземных растений [30]. Поэтому цианобактерии могут служить прокариотическими моделями для анализа метаболизма ФД у эмбриофитов, т.е. высших наземных растений [31].

 

Методы определения фотодыхания: количественная и качественная оценка

В последние десятилетия, достигнут существенный прогресс в методах, используемых для измерения ФД. Количественная оценка ФД приобретает все большее значение как инструмент, помогающий оценить состояние растений в работах направленных на улучшение продуктивности растений с целью удовлетворить растущий глобальный спрос на продовольствие. Главные трудности количественной оценки ФД связаны с тем, что одновременно с ним на свету происходит темновое митохондриальное дыхание, к тому же частично подавленное [32], а также более мощный и противоположный по газообмену фотосинтез.

Долгие годы для оценки ФД использовались методы, дающие возможность в основном качественной оценки данного процесса [33, 34]. С целью попытки количественно измерить ФД, как правило, использовали несколько подходов одновременно. Это следующие методы: 1) выброс СО2 после выключения света или метод Деккера; 2) подавление ФД низкими концентрациями О2. ФД оценивается в результате сравнительного анализа выделения СО2 на свету при нормальной (21%) и низкой (2%) концентрации О2; 3) выброс СО2 в воздух, не содержащий углекислого газа, например, в камеру наполненную азотом; 4) ассимиляция CO2 из воздуха, меченного 14CO2; 5) использование меченых изотопов кислорода (18О2); 6) измерение видимого фотосинтеза как функции [СО2], при этом интенсивность ФД определяется по углекислотному компенсационному пункту (УКП) (метод Лайска); 7) измерение видимого фотосинтеза как функции ФАР, ФД определяется по световой компенсационной точке (метод Кока).

Анализ кинетических кривых выделения СО2 после выключения света, так называемый выброс СО2 после освещения (post-illumination burst, PIB), впервые для изучения ФД, был использован Деккером в 1955 г. Этот метод основан на том, что в течение 1 – 5 минут после выключения света наблюдается выброс СО2. Доказательством того, что это остаточное фотодыхание является тот факт, что при низкой концентрации (2%) О2, этот пик уменьшается, но необходимо помнить, что данные эксперименты, как правило, проводятся при низкой концентрации СО2, благоприятной для ФД. Кроме того, поглощение CO2 в ходе фотосинтеза все еще происходит до некоторой степени после того, как свет выключен, маскируя частично выброс CO2 [35] и скорость темнового митохондриального дыхания также чувствительна к изменению света [36]. Таким образом, количественная оценка ФД с помощью данного метода может быть дана с большой осторожностью [34]. Второй метод предполагает оценку интенсивности ФД за счет уменьшения скорости протока продуктов фотосинтеза через гликолатный цикл из-за изменения концентрации O2. Однако, стимуляция поглощения CO2 за счет снижения содержания O2 может быть значительно ниже теоретически рассчитанной скорости ФД [37]. Третий подход дает завышенные значения скорости ФД, т.к. в камере без СО2 ФД значительно больше, чем в естественных условиях. Четвертый метод основан на сравнении скорости нетто ассимиляции CO2 (видимого фотосинтеза) и скорости гросс ассимиляции СО2 (истинного фотосинтеза), измеряемыми после кратковременного помещения листьев в атмосферу 14CO2. Данный метод приводит к недооценке темпов гросс ассимиляции CO2 из-за пренебрежения процессом реассимиляции [33]. Повторная ассимиляция фотодыхательного 12CO2 может быть весьма существенной и достигать 50% [38, 39]. Пятый метод основан на использовании меченых изотопов кислорода. 18О2 включается в гликолат, а затем в глицин и серин. На свету скорость включения 18О2 выше, чем в темноте. По этому возрастанию оценивают ФД. Однако трудно связать математически скорость выделения СО2 за счет ФД со скоростью поглощения О2 на свету, т.к. поглощение 18О2 может быть обусловлено и реакциями транспорта электронов (реакция Мелера) и темновым дыханием протекающим в митохондриях на свету [34]. В настоящее время для определения интенсивности ФД широко используются метод Лайска и метод Кока. В первом случае видимый фотосинтез выражается как функция концентрации СО2, определяется УКП и по оси абсцисс оценивается ФД [40]. Углекислотный компенсационный пункт это концентрация СО2 при которой интенсивность фотосинтеза и дыхания равны. Метод Кока, основан на определении видимого фотосинтеза в зависимости от интенсивности ФАР. График изменения интенсивности фотосинтеза экстраполируется к минусовым значениям на оси ординат и по ним определяется интенсивность ФД. Эти методы имеют преимущества и недостатки: например, методы Лайска и Кока выполняются при низкой интенсивности света, и, следовательно, растения характеризуются малыми скоростями ассимиляции, вызывая большую изменчивость измерений и занижение значений ФД. Кроме того, в этих методах есть трудности отделения фотодыхания от темнового дыхания на свету.

За последнее время было разработано несколько новых методических подходов, причем некоторые из них это усовершенствованные или объединенные старые методы, которые могут оценить скорость ФД более аккуратно и корректно, хотя и они имеют ряд недостатков. В то время как старые методы в основном сосредоточены на светозависимом выделении СО2 (за исключением метода с 18О2), современные методы могут количественно измерять фотодыхательные потоки в различных точках гликолатного цикла. Например, ФД может быть оценено как скорость оксигенации Рубиско в хлоропласте, как скорость выделения СО2 или NH3 в результате декарбоксилирования глицина в митохондриях или как скорость образования отдельных метаболитов С2 цикла [11]. F. Busch [11] делит новые методы на шесть общих категорий: (1) Модельный подход, основанный на кинетических свойствах Рубиско [33], которые теперь лучше параметризируется, благодаря технологическим достижениям в оценке концентрации CO2 в месте карбоксилирования. Этот метод позволяет рассчитать скорость ФД на основе значений нетто ассимиляции CO2 и митохондриального дыхания [41]. Ограничением здесь является то, что требуется знание кинетических констант Рубиско, а также концентрации CO2 в месте карбоксилирования [11]. Достоинством метода является то, что он относительно прост и поэтому измерения скорости ФД могут быть сделаны в различных условиях. А недостатком то, что ФД фактически не измеряется, а рассчитывается. (2) Оценка выделяющегося углекислого газа в результате декарбоксилирования глицина с использованием стабильных изотопов углерода. Выделение дыхательного и фотодыхательного 12CO2 измеряется в атмосфере 13CO2, с помощью масс-спектрометра [39]. Поскольку выделение 12CO2 представляет собой сумму митохондриального дыхания на свету и ФД, необходимы дополнительные измерения и/или расчеты для разделения этих двух процессов. Для этого кратковременно в течение приблизительно 2 мин [39] оценивается вклад ТД в условиях подавленного ФД, т.е. при высокой концентрации CO2. Разница в потоках CO2 приписывается к ФД. Этот метод дает хорошую оценку фотодыхательного выделения CO2, только если предположить, что внутриклеточная реассимиляция незначительна. Для учета внутриклеточной реассимиляции фотодыхательного CO2, а также реассимиляции из межклеточного воздушного пространства, F. Busch с соавт. [39] измеряли выделение 12CO2 после быстрого переключения с воздуха с нормальной концентрацией 12CO2 на воздух, содержащий высокую концентрацию 13CO2. Предполагается, что субстрат митохондриального дыхания не метится 13CO2 во время кратковременной экспозиции листьев. Для оценки стационарной скорости выделения фотодыхательного CO2, время необходимо экстраполировать обратно ко времени переключения. Данный метод это усовершенствованный метод Деккера. Достоинствами метода является то, что измерения не очень трудоемки и могут быть получены дополнительные данные относительно ТД и реассимиляции фотодыхательного СО2. Однако метод предполагает, что нет краткосрочного влияния высоких концентраций CO2 на ТД, что является спорным [42, 43]. Определение скорости оксигенации Рубиско опирается на предположение, что в ФД выделяется 0,5 CO2 в расчете на одну молекулу О2. (3) Количественная оценка вклада отдельных углеродных пулов первичных и запасных фотосинтатов в ФД с помощью меченного радиоактивного изотопа углерода 14CO2. Стационарное ФД оценивается в результате измерения выделения СО2 на свету при нормальной (21%) и низкой (2%) концентрации О2. На фоне 21% O2 в воздухе, не содержащем CO2, оценивается удельная радиоактивность выделяемого CO2. Разделение выделенного СО2 в результате ФД и темнового дыхания основано на предположении, что ФД линейно зависит от концентрации O2, тогда как ТД насыщено и постоянно выше 1.5% O2 [38]. Достоинство метода в том, что этот метод предоставляет дополнительную информацию о ТД и пулах источников фотодыхательного углерода. Однако также, как и предыдущий данный метод предполагает, что нет краткосрочного влияния высоких концентраций CO2 на ТД. Кроме того считается, что все исходные пулы, выделяемого в ходе ФД СО2, становятся мечеными во время 14С-экспозиции. (4) Оценка NH3, выделяющегося в реакции декарбоксилирования глицина. Образование фотодыхательного аммиака определяется количественно после применение ингибитора глутаминсинтетазы. Ингибиторы предотвращают рефиксацию фотодыхательного аммиака в хлоропласте, который впоследствии накапливается в листе. Достоинством метода является то, что метод может быть применен к С4 растениям. Однако метод является деструктивным. ФД недооценивается за счет NH3, диффундирующего из листа, причем объемы этого выделения резко увеличиваются в результате ингибирования ГС [44]. Ингибиторы ГС опосредованно ингибируют фотосинтез. Кроме того, предполагается, что ГС достаточно ингибируется для предотвращения рефиксации аммиака. (5) Количественная оценка скорости окисления Рубиско путем измерения включения 18O2 в гликолат, глицин и серин. Листья подвергаются воздействию 18O2 и CO2 в течение определенного периода времени, после чего отбираются пробы для масс-спектрометрического анализа метаболитов. Метод применим для C3 и C4 растений. Дискриминация по отношению к 18O2 незначительна. Концентрация CO2 не должна изменяться в ходе эксперимента. Рефиксация 16O2 незначительна, если 18O2 концентрация поддерживается постоянной. Однако метод является деструктивным. Делаются большие допущения о метаболических путях и размерах пулов фотодыхательных промежуточных продуктов. (6) Количественный анализ меченных13C-метаболитов цикла Кальвина-Бенсона с помощью твердотельного ядерного магнитного резонанса. Измеряется доля фосфорилированных метаболитов цикла Кальвина-Бенсона полученных из глицерата, возвращающегося из фотодыхательного пути [45]. Этот метод основан на том, что метаболиты цикла Кальвина-Бенсона, образующиеся в результате карбоксилирования Рубиско, становятся полностью мечеными менее, чем за 2 мин воздействия изотопа углерода 13CO2, тогда как фотодыхательные метаболиты, синтезированные после оксигенации Рубиско, становится меченными более чем за 4 мин. Таким образом, отношение 13С-меченых к немеченым фосфорилированным интермедиатам цикла Кальвина-Бенсона между 2 и 4 мин после начала включения метки отражает соотношение фотосинтетического и фотодыхательного потоков углерода. Метод применим для C3 и C4 растений. Этот метод может быть использован для измерения скорости выделения CO2 в расчете на оксигенацию Рубиско. Однако метод деструктивный. Измерения потенциально могут быть искажены за счет реассимиляции фотодыхательного СО2 [39]. Во время роста растения должны быть помечены 15N , чтобы разделить метку 13C в аминокислотах от метки в органических кислотах и белках. Это позволяет определить, сколько фотодыхательного глицина попадает в глицерат и какая его часть отвлекается от C2 пути на синтез белка [10, 45].

 

Регуляция фотодыхания и его роль в клеточной редокс регуляции и интеграции метаболических, энергетических процессов в норме и при стрессе

Фотодыхание − это сложный и строго регулируемый процесс в фотосинтезирующих организмах. Соотношение двух путей использования РуБФ-карбоксилазы/оксигеназы зависит от соотношения карбоксилазной и оксигеназной активности данного фермента. Поэтому такие факторы, как кинетические свойства фермента, температура и субстраты реакций (СО2 и О2), определяющие направление ферментативной активности Рубиско, будут модулировать скорость ФД. Повышение температуры, снижение парциального давления углекислого газа и повышение интенсивности света активируют ФД [46].

Регуляция основных ферментов гликолатного цикла осуществляется как на транскрипционном, так и посттрансляционном уровне и особую роль при этом играют механизмы редокс регуляции. ФД и само может влиять на клеточный окислительно-восстановительный баланс, в частности через производство и потребление как восстановительных, так и окислительных эквивалентов. В определенных условиях, концентрации этих эквивалентов, а также активных форм кислорода или азота, могут значительно изменяться в отдельных компартментах, участвующих в фотодыхательном процессе, влияя на окислительные посттрансляционные модификации белков в этих органеллах. Поэтому вопросы редокс контроля ФД и роль ФД в поддержании редокс баланса клетки очень важны и их необходимо учитывать, в том числе при реализации биотехнологических стратегий направленных на обход фотодыхательного цикла с целью дальнейшего улучшения роста и конечной продуктивности растений [17].

С помощью транскрипционного профилирования было обнаружено, что фотодыхательные гены транскрипционно регулируются аналогично фотосинтетическим [47, 48]. Экспрессия генов почти всех фотодыхательных ферментов (кроме глицераткиназы) активируется светом и часть из них динамически регулируются циркадными ритмами (таблица). Отдельные компоненты фотдыхательного цикла, в частности серин, действует как метаболический сигнал для регуляции транскрипции фотодыхательных генов, участвующих в реакциях превращения глицина и серина в митохондриях [49].

Краткосрочное регулирование фотодыхательного потока осуществляется посредством ряда пост-трансляционных модификаций (ПТМ) основных ферментов, включая окисление, фосфорилирование, нитрозилирование, глутатионилирование, сульфгидрирование, ацетилирование и убиквитинирование. Так, на горохе было обнаружено, что S-нитрозилирование ГО, СГАТ, ГПР и субъединиц ГДК -H, ГДК -P и ГДК -T приводит к ингибированию их ферментативной активности [50]. Крупномасштабные редокс-протеомические исследования показывают, что все фотодыхательные ферменты содержат цистеиновые остатки, которые могут подвергаться окислительным модификациям при участии Н2О2 [17]. Также основные ферменты ФД потенциально регулируются редокс реакциями, например, митохондриальная фотодыхательная ферментная система ГДК (L-, H-, P- и T-субъединицы), СГМТ и пероксисомальный ГГАТ регулируются посредством действия тиоредоксинов [51]. Кроме того, данные фосфопротеомики указывают, что все фотодыхательные ферменты, кроме одного (глицераткиназы) могут быть фосфорилированы. Ацетилирование и убиквитинирование в первую очередь характерно митохондриальным фотодыхательным белкам.

В последнее время при изучении клеточных регуляторных механизмов в растениях большое внимание уделяется системам редокс-гомеостатирования и редокс-регуляции, которые является “интегратором” информации о метаболизме клетки и действии на нее факторов окружающей среды, влияющих на рост и акклиматизацию растений, а также о программируемой клеточной смерти (ПКС). В клетке имеется два типа редокс-регуляции: с участием пластохинона и убихинона, которые принимают участие в быстрых реакциях в ответ на изменяющиеся условия освещения и другие внешние условия; и с участием низкомолекулярных антиоксидантов (аскорбата, глутатиона), которые не только ограничивают время жизни АФК, но и являются компонентами окислительно-восстановительной сигнализации и регуляции. Оба типа редокс-регуляции связаны между собой через тиоредоксин, пероксиредоксин, глутаредоксин и НАД(Ф)Н/НАДФ [52]. Второй тип редокс-регуляции имеет прямое отношение к процессу ФД, который может оказывать влияние на клеточный редокс баланс, в частности, через производство и потребление восстановительных (НАДН, НАД(Ф)Н) и окислительных (главным образом H2O2) эквивалентов, и это происходит в трех-четырех (включая цитозоль) субклеточных компартментах, где эти эквиваленты, а также активные формы кислорода или азота активно функционируют, особенно в стрессовых ситуациях [17]. Фодыхательная H2O2, может участвовать в сигнальной трансдукции, приводящей к модуляции экспрессии генов [7]. Редокс регуляция имеет также важное значение в окислительных пост-трансляционных модификациях белков. Показано, что не только ФД, а почти любой метаболический путь может контролироваться на основе тиоловой редокс регуляции. Имеются биохимические и редокс-протеомные доказательства того, что активность всех ферментов цикла Кальвина-Бенсона [53], некоторых ферментов ЦТК, которые являются мишенью тиоредоксина (Trx) или глутаредоксина (Grx) [54], регулируются таким образом. Trx или Grx контролируют почти все редокс-ПТМ белки, встречающиеся в фотодыхательных субклеточных компартментах. За исключением особого случая хлоропластных Тrx, которые восстанавливаются светом через систему ферредоксин/ ферредоксин-тиореоксинредуктаза, и связаны с НАД(Ф)Н как источником восстановительной силы [55]. Поскольку большинство Grx требуют восстановленного глутатиона для их рециклирования, еще одним важным фактором является клеточный редокс-статус глутатиона, субстратом для биосинтеза которого является глицин, образующийся при ФД [56].

Особое значение пост-трансляционные окислительные модификации фотодыхательных белков имеют в стрессовых условиях, поскольку представляют собой защитный механизм, способный к быстрой реверсии клеточными системами восстановления. Когда растения подвергаются стрессу, образование активных форм кислорода, в том числе при участии ФД, часто является одним из первых ответов. Чтобы выжить, клетки пытаются снизить образование АФК и в то же время избавиться от уже образованных форм активированного кислорода. ФД в таких условиях является важной частью стрессовых реакций в зеленых тканях, участвуя в профилактике накопления АФК, а также в диссипации избыточных восстановительных эквивалентов и энергии, либо напрямую, используя АТФ, НАД(Ф)Н и восстановленный ферредоксин, или косвенно, например, посредством альтернативной оксидазы [7]. Активация ФД очень характерная реакция на любой вид стресса: засуху, засоление, низкий уровень CO2, повышенную температуру и охлаждение [7]. Увеличение ФД при умеренном водном стрессе происходит даже в C4 растениях [57], что помогает сохранить относительно высокую фотохимическую эффективность ФСII и быстрое восстановление интенсивности фотосинтеза после повторного полива [58]. Образование H2O2, которая является сигнальной молекулой, участвующей в регулировании роста и развития растений, свидетельствует о том, что фотодыхательный путь непосредственно связан с сигнальными путями, в том числе с теми, которые регулируют гормональные ответы растений, влияя на рост, реакцию на внешние факторы и ПКС. Таким образом, через образование H2O2 и восстановителей, ФД вносит ключевой вклад в клеточный редокс гомеостаз [59], т.е. потенциальное влияние ФД на физиологию клетки сложно и многообразно.

 

Фотодыхание и эволюция С4 растений

Наземные растения возникли в ходе эволюции предположительно 450 млн. лет назад и формировались при более высоких концентрациях СО2 и сравнительно низких О2. В этих условиях ФД существенно не ограничивало фотосинтез. По мере снижения концентрации СО2 и увеличения концентрации О2 в атмосфере объем ФД значительно возрос, что отразилось на его роли в жизни растений. Предполагается, что к снижению концентрации СО2 в кайнозойскую эру (приблизительно 130 млн. лет назад) привело активное развитие покрытосеменных растений, интенсивный фотосинтез которых снизил СО2 до 0.03% в современной атмосфере. Считается, что ФД, как процесс напрямую связанный с отношением О2/СО2, может быть механизмом регулирующим концентрацию и соотношение кислорода и углекислого газа в атмосфере, путем ограничения фотосинтетической функции и продуктивности наземных растений в условиях низкой концентрации СО2, таким образом предотвращая ее дальнейшее понижение [60]. Но в тоже время интенсивное ФД негативно сказывается на продуктивности отдельного растения или посева. Предполагается, что именно в этот период в условиях низкой концентрации СО2 возникли С4 и САМ пути фотосинтеза, как естественные механизмы концентрирования СО2 внутри фотосинтезирующих клеток рядом с Рубиско [1].

Долгие годы считали, что у С4 растений ФД практически нет или оно минимально. Это связано с тем, что C4 фотосинтез значительно снижает ФД, концентрируя CO2 вблизи центров РуБФ-карбоксилирования в клетках обкладки (рис. 2). В тоже время с использованием меченого кислорода 18О2 показано, что у С4 растений ФД есть, хотя фотодыхательный СО2 в значительной степени может быть рефиксирован за счет работы С4 концентрирующего механизма. Кроме того, установлено, что в C4 растениях, присутствуют и функционально активны все фотодыхательные ферменты. Например, у мутанта кукурузы (по гену гликолат-оксидазы (Gо1)), нарушение активности данного фермента приводило к летальному исходу на стадии рассады [19], это подтверждает, что ФД глубоко переплетено с центральным метаболизмом и жизненно важно для С4 растений.

Возникновение С4 фотосинтеза является одним из наиболее конвергентных эволюционных явлений в биологическом мире. Считается, что существует, по крайней мере, 66 независимых эволюционных линий происхождения C4 растений от своих C3 предков в 19 разных семействах покрытосеменных [61]. Анализ этих линий позволил в 2012 году R. Sage сформулировать положения о роли ФД в С4-эволюции. Во-первых, С4 фотосинтез возник в ответ на высокую интенсивность ФД, которая была связана со снижением за последние 40 миллионов лет концентрации атмосферного CO2 при достаточно высокой концентрации О2. Высоким темпам ФД содействовали также высокая температура и, во многих случаях, засуха или засоление [1] и, соответственно, в этих условиях C4 был более эффективен, чем фотосинтез C3. Эволюция С4 пути от C3 предшественника включала модификацию анатомии и физиологии листьев, которая сопровождалась изменениями в экспрессии тысяч генов и главным драйвером всех этих преобразований и формирования С4 механизма была высокая интенсивность ФД [21]. Во-вторых, было установлено, что само ФД или С2 фотосинтез является одним из способов формирования углерод-концентрирующего механизма (УКМ) и необходимым этапом эволюции С4 растений.

Углерод-концентрирующие механизмы могут присутствовать во всех фотосинтезирующих организмах как наземных, так и водных, и служат для максимальной концентрации CO2 вокруг Рубиско или минимизирования потерь фотодыхательного CO2. В ходе эволюции они приобрели метаболизм и пространственные структуры. Предполагается, что образование УКМ произошло в период, когда возникла необходимость активации фотодыхательной активности. Возможно, формирование УКМ также оказало заметное влияние на структуру и функцию ФД, поскольку предполагается наличие ранней и непрерывной коэволюции фотодыхания, УКМ и фотосинтеза, начиная с цианобактерий, через водоросли до наземных растений [30].

У С3 растений как такового УКМ нет, но недавно было показано, что некоторые C3 растения, например, рис (Oryza sativa) и пшеница (Triticum aestivum), используя специфические механизмы, поглощают фотодыхательный СО2 путем образования непрерывного слоя хлоропластов на периферии мезофильных клеток, непосредственно взаимодействующих с межклеточным воздушным пространством. Это, в свою очередь, создает диффузный барьер для CO2, и было подсчитано, что почти 30-50% дыхательного и фотодыхательного CO2 повторно ассимилируется внутри клеток мезофилла [39].

В фотосинтезирующих организмах, включая растения с С34 4 и САМ типом фотосинтеза, и водоросли, используются несколько механизмов концентрации углерода, такие как C2 фотосинтез (фотодыхательный глициновый шатл), C4-фотосинтетический путь, метаболизм кислот по типу толстянковых (САМ) или накачка растворенного неорганического углерода (РНУ), который имеет место в водорослях [62]. Каждый из фотосинтетических путей, обладающих УКМ, может быть дополнительно разделен на физиологические и биохимические подтипы. C2 растения могут быть двух типов (Тип I и II), отличающиеся по активности ФЕП карбоксилазы [63]. C4-растения подразделяются на три биохимических подтипа, на основе различий в декарбоксилирующих ферментах в листьях (НАД-МЭ, НАДФ-МЭ и ФЕП-карбоксикиназный) и демонстрируют множество анатомических форм, включая три варианта одноклеточного C4-фотосинтеза [64]. Растения с САМ типом фотосинтеза имеют три типа декарбоксилирования и могут быть подразделены на группы, которые являются либо облигатными, либо факультативными видами САМ, способными переключаться между режимами C3 и CAM [65]. Водоросли, которые накапливают РНУ, также могут быть подразделены на формы, в зависимости от локализации Рубиско и концентрирования CO2 [66]. В эукариотических водорослях Рубиско локализуется внутри пиреноидных тел, тогда как в прокариотических сине-зеленых водорослях он локализован внутри белковой карбоксисомы [67].

Из УКМ наземных растений самым эффективным является С4 фотосинтетический путь (рис. 2). Концентрирование СО2 в клетках обкладки у них осуществляется при участии С4 органических кислот, которые транспортируются из клеток мезофилла в клетки обкладки. На C4 виде Sorghum bicolor было показано, что большинство фотодыхательных генов предпочтительно экспрессируются в клетках обкладки проводящего пучка [68].

С2 фотосинтез характерен для некоторых промежуточных C3-C4 видов, которые представляют из себя переходные формы от С3 к С4 растениям, т.е. являются так называемым “эволюционным мостом” между С3 и С4 типами фотосинтеза [69] и поэтому данные виды представляют большой интерес для изучения эволюции С4 фотосинтеза. Исследование С34 видов позволило выделить из них группу растений, принадлежащих разным семействам, это Sedobassia sedoides (Chenopodiaceae), Flaveria (Asteraceae), Heliotropium (Boraginaceae), у которых С2 фотосинтез является непосредственным предшественником С4 фотосинтеза. По сути это одна из 66 независимых эволюционных линий образования С4 фотосинтеза. У этих видов фотодыхательный путь начинается в хлоропластах клеток мезофилла и заканчивается в клетках обкладки, где в митохондриях происходит декарбоксилирование глицина, при участии глициндекарбоксилазы. Таким образом, С2-фотодыхательный путь осуществляет СО2 концентрирующую функцию (рис.2) [1].

История изучения С2 фотосинтеза и его роли в С4 эволюции включает несколько этапов. Впервые концептуальная модель C4 эволюции постулирующая центральную роль глицинового челнока была предложена R. Monson в 1884 г.[70]. Кранц анатомия рассматривалась как структура, которая возникла, чтобы обеспечить захват и утилизацию фотодыхательного СО2 [71].Термин "прото-Кранц" был введен для описания начальной фазы С4 эволюции и позже выделены последовательные этапы С4 эволюции: С3 – прото-Кранц – С2 – С4 [1, 21]. Далее были сформулированы основные черты, связанные с развитием и оптимизацией C4 цикла и черты, подчеркивающие потенциальные изменения в устьичных характеристиках в ходе этих этапов. При этом этап С2 был разделен на два типа, различающихся по активности ФЕП-карбоксилазы и введен этап C4-подобного фотосинтеза, отличающийся от С4 фотосинтеза только активностью Рубиско в клетках мезофилла (КМ) [63]. Было показано, что С2-кранц это упрощенная версия С4-кранц анатомии, а прото-кранц – начальная стадия формирования С2-кранц, сопровождающаяся сдвигом митохондрий к внутреннему краю клеток обкладки (КО) проводящего пучка. Таким образом, к 2014 году сформировались представления о том, что эволюционный прогресс от С3 к С4 фотосинтезу содержит три отдельных этапа: прото-Кранц – С2 (I и II типа) – C4-подобный фотосинтез (рис.2) [69].

С4 эволюция связана не только с оптимизацией фотосинтетического цикла и возрастанием ФЕП карбоксилазной активности, а также с изменениями в устьичных характеристиках: возрастанием плотности сосудов и эффективности использования воды (отношение видимого фотосинтеза к транспирации). Увеличение плотности сосудов в ходе С4 эволюции предположительно связано с их адаптацией к высокой скорости испарения и может способствовать образованию увеличенных КО, повышению числа органелл и локализации митохондрий у внутреннего края данных клеток. Эти черты в совокупности составляют синдром прото-Кранц анатомии, который способствует удалению фотодыхательного CO2 [63].

Сравнительные исследования, проведенные на видах с C3, C3-C4 и C4 типами фотосинтеза рода Flaveria и разных популяций С34 вида Sedobassia sedoides, позволили более подробно изучить I и II типы С2 фотосинтеза и С4-подобные растения [63, 69, 72]. Тип I по признакам ближе к С3 растениям, он имеет значительное видимое ФД, низкую эффективность использования воды (как известно, этот параметр у С4 растений гораздо больше, чем у С3 видов). С4-подобные растения – практически по ряду признаков полноценные С4 виды, но у них, как у С3 видов, в КМ показана активность Рубиско. Растения с типом II занимают промежуточное положение.

Итак, концептуальная модель основных этапов эволюции С4 видов, сопровождается последовательными изменениями в структуре листа и в интенсивности метаболических потоков в КМ и КО, сформулированная R. Sage [1] на примере Flaveria и Heliotropium, и выглядит следующим образом (рис.2):

1. Предварительная фаза. У C3 растений происходит активация КО, сопровождающаяся увеличением их размера, фотосинтетической активности и числа органелл в них. Потоки углерода в КМ и КО у C3 растений работают независимо.

2. Эволюция прото-Кранц анатомии. У видов этапа прото-Кранц движение митохондрий к внутренней стенке КО вынуждает глицин, образованный хлоропластами КМ, мигрировать к внутренней стенке клеток обкладки для декарбоксилирования, выделенный при этом CO2 накапливается и увеличивает эффективность Рубиско. Это представляет собой одноклеточный, специфичный для КО глициновый челнок. Характерное отличие растений с прото-Кранц фотосинтезом и следующим этапом C2 фотосинтеза представляет собой высокую экспрессию ГДК в КМ, по сравнению с низкой экспрессией ГДК в клетках С2 растений.

3. Эволюция С2 фотосинтеза. Активность ГДК в основном локализована в КО, так что фотодыхательный глицин диффундирует из КМ к ГДК, расположенной в центростремительных митохондриях КО, а выделенный CO2 накапливается и увеличивает эффективность Рубиско в многочисленных хлоропластах, расположенных около внутренней стенки КО. Это двухклеточный фотодыхательный глициновый челнок, концентрирующий CO2 в КО.

4. Этап C4-подобного цикла. Переход от форм C2-Kранц к C4-Kранц сопровождается увеличением количества хлоропластов в КО. При C4-подобном фотосинтезе, более мощный C4 биохимический цикл перемещает C4 органические кислоты из КМ в клетки КО, тогда как слабые двухклеточные глициновые челноки все еще существуют и служат для транспорта глицина.

5. Этап оптимизации С4 пути, в котором Kранц анатомия и биохимия листа модифицированы, максимизирована эффективность C4 цикла. В большинстве листьев С4 растений существует единственный способ перемещения углерода из КМ в клетки КО.

Таким образом, изучение эволюции С4 растений и роли ФД в этом процессе позволили R.Sage с соавторами [1] сделать следующие обобщения: 1) С4 фотосинтез возник в ответ на высокую интенсивность ФД, которая была связана со снижением концентрации атмосферного CO2; 2) два важных этапа С4 эволюции связаны c ФД, а именно, формирование прото-Кранц анатомии, способствующей удалению фотодыхательного CO2 и механизма фотодыхательного C2 фотосинтеза.

 

Роль фотодыхания в продукционном процессе

В связи с ростом численности населения в мире, сокращением обрабатываемых почв и более высоким спросом на растительное биотопливо существует срочная потребность в увеличении урожайности сельскохозяйственных культур. Однако, реальное повышение урожайности основных сельскохозяйственных культур далее затруднено, т.к. фактический урожай приближается к потолку максимальной урожайности [73]. Дальнейшее увеличение использования азотных и фосфорных удобрений вряд ли решат эту проблему. В тоже время процесс фотосинтеза еще далек от теоретически рассчитанной максимальной эффективности [74]. Поскольку в ходе ФД окисляются продукты фотосинтеза и он связан с энергетическими затратами, уже давно многими авторами данный процесс рассматривается как фактор улучшения урожая. В фотодыхательном цикле две молекулы 2-ФГ трансформируются в одну молекулу 3-ФГК и один углеродный атом теряется как CO2. Стоимость рециркуляция одной молекулы 2-ФГ высокая (12.5 АТФ на молекулу произведенного 2-ФГ) [6]. При ФД теряется примерно 25 - 55% от чистой фиксации CO2 [1, 20, 75]. Высокая стоимость частично связанна с затратой энергии, используемой при реассимиляции аммиака, кроме того, скорость ФД увеличивается при повышении температуры, засухе и при действии других внешних неблагоприятных факторов, поскольку эти условия способствуют увеличению оксигенации Рубиско [75].

Первая волна попыток подавления ФД с целью повышения продуктивности приходится на 60-80е годы прошлого века. Это в основном селекционно-генетические, физиологические и химические подходы, которые не принесли реальных результатов. Это объясняется тем, что ФД связано с рядом важных клеточных метаболических функций и взаимодействует с несколькими центральными метаболическими путями [16], а также вносит вклад в реакции на некоторые биотические и абиотические виды стресса [7, 74]. Кроме того, недавно было продемонстрировано, что существует положительная корреляция между ФД и продуктивностью [76], а мутации генов кодирующих фотодыхательные ферменты приводят к задержке роста [77]. Таким образом, за последние годы накоплены доказательства, которые позволяют предположить, что снижение ФД не обязательно всегда имеет положительный эффект для увеличения продуктивности растений [74]. Тем не менее, есть и другое мнение, что хотя ФД и связано с важными метаболическими функциями, преимущество улучшения его эффективности путем частичного подавления перевешивает любые потенциальные вторичные недостатки [75].

За последние 10-15 лет наблюдается вторая волна попыток подавления ФД с целью повышения продуктивности. В основном это подходы, связанны с методами генетической инженерии и с оптимизацией уровней фотодыхательных ферментов. Активно предпринимаются попытки создания трансгенных растений с подавленной фотодыхательной функцией и повышенной биопродуктивностью на основе современного понимания значимости отдельных этапов и ферментов гликолатного пути. Основные стратегии манипулирования ФД можно разделить на три группы. Первая группа, включает стратегии направленные на улучшение свойств Рубиско [78] и увеличение эффективности карбоксилирования, например, создание в хлоропластах С3 растений углерод-концентрирующих механизмов, подобных С4 растениям или карбоксисомам цианобактерий [79], а также перенос карбоангидраз митохондриального комплекса I в хлоропласты [80]. Вторая группа связана с созданием искусственных шунтов или трансгенных путей в хлоропластах или пероксисомах через тартрониксемиальдегид, позволяющих уменьшить фотодыхательные потери NH3 и/или увеличить концентрацию СО2 в хлоропластах [13]. На трансгенных растениях арабидопсиса показаны, такие пути в хлоропластах и пероксисомах (рис. 1 Г, Д, Е). В хлоропластах гликолат при участии гликолатдегидрогеназы (ГДГ) превращается в глиоксилат и далее через тартрониксемиальдегид при участии ферментов глиоксилаткарболигазы (ГКЛ) и тартрониксемиальдегидредуктазы (ТСР), этот путь замыкается на глицерат [81] (рис. 1Г). Второй трансгенный путь в хлоропластах связан с окислением гликолата (фермент гликолат оксидаза), декарбоксилированием малата и пирувата (маликэнзим и пируватдекарбоксилаза), а также с действием каталазы, в результате чего происходит нейтрализация перекиси и выделяется кислород и вода [82] (рис. 1Е). Таким образом, данные укороченные фотодыхательные пути начинаются и заканчиваются в хлоропластах. Третий путь локализован в пероксисомах, где из глиоксилата с участием ГКЛ выделяется СО2 и далее через тартрониксемиальдегид (фермент гидрооксипируватизомераза) превращается в гидрооксипируват [83](рис.1Д). Подобные пути имеются в бактериях, например, в цианобактериях путь конверсии глиоксилата через тартрониксемиальдегид или в E. сoli катаболический путь гликолата через тартрониксемиальдегид. Используя ядерную трансформацию с бактериальными генами, кодирующими ГДГ, ГКЛ и ТСР, были созданы растения, в хлоропластах которых гликолат преобразовывался непосредственно в глицерат. Это уменьшает, но не исключает, поток фотосинтетических метаболитов через пероксисомы и митохондрии. Трансгенные растения характеризуются более эффективным ростом биомассы побегов и корней, содержат больше растворимых сахаров, что свидетельствует о снижении ФД и повышенной интенсивности фотосинтеза [81]. Большой практический интерес представляют подобные трансформации на важнейших сельскохозяйственных и биотопливных культурах. Например, положительные результаты показаны на Camelina sativa или рыжике посевном, масличной культуре с большим потенциалом для производства биотоплива на маргинальных землях [84]. Третья группа связана с оптимизацией уровней фотодыхательных ферментов, особенно в узких местах цикла, которые лимитируют отдельные реакции и влияют на общий метаболизм ФД. В фотодыхательном цикле таких узких мест несколько. Показано, что ключевое значение в координированной регуляции фотосинтеза и ФД может иметь уровень 2-ФГ в хлоропластах [85]. В митохондриях оверэкспрессия серин-гидроксиметилтрансферазы [86] и Н-белка ГДК [14, 15, 25] улучшают эффективность фотосинтеза и продуктивность растений.

Однако, не всегда достижения генетической инженерии, дающие положительные результаты в модельных экспериментах в контролируемых условиях, реализуются на сельскохозяйственных культурах в полевых условиях. Это связано, во-первых, с тем, что изменение метаболизма растений и снижение ФД не всегда может быть выгодным, особенно для растений, произрастающих в неблагоприятных условиях окружающей среды. Например, при разных видах стресса может быть образован избыток НАДФН, способствующий увеличению количества активных форм кислорода [6]. ФД в таких условиях может действовать как поглотитель этой избыточной восстанавливающей способности. Прямая связь между фотодыхательным потоком и толерантностью к абиотическому стрессу была описана для различных видов растений при засухе, солевом стрессе, фотоингибировании, вызванным сильным светом, охлаждении и воздействии тяжелых металлов [7]. В частности было показано, что несколько фотодыхательных генов ко-экспрессируются с генами, участвующими в резистентности к алюминию, поэтому подавление ФД может серьезно ограничить продуктивность растений в этих условиях [87]. И, во-вторых, принимая во внимание, что ассимиляция азота зависит от ФД, манипуляции с фотодыхательным аппаратом могут также влиять на скорость усвоения азота [74]. Показано, что условия, которые ингибируют ФД, такие как повышение атмосферной CO2 сильно уменьшают ассимиляцию нитратов в Arabidopsis и пшенице выращенных в условиях гидропоники [4]. Эта связь, возможно, объясняет более низкий, чем ожидалось, рост продуктивности растений при повышенной концентрации углекислого газа.

На сегодняшний день новыми и наиболее перспективными направлениями повышения эффективности фотосинтеза и продуктивности растений [74] являются: а) создание высокопродуктивных сортов, которые имеют высокую интенсивность фотосинтеза и ФД; б) генетические модификации большой субъединицы Рубиско. Такие подходы, требуют трансформации ДНК хлоропластов, но пока это доступно только для небольшого количества видов сельскохозяйственных культур, в частности табака, картофеля, томатов, сои, но не для зерновых видов [88]. Кроме того, экспрессия ядерных и пластидных генов, а также их сборка в активный белковый комплекс является сложным процессом [78], поскольку субъединицы из различных видов часто плохо собираются в действующие комплексы. И, в-третьих, учитывая, что культуры с модифицированным фотодыхательным путем рассматриваются как генетически модифицированные растения (ГМО), потенциальное использование таких растений остается ограниченным в соответствии с действующим законодательством многих стран. В последние годы рассматриваются, как очень перспективные, новые молекулярные методы, основанные на использовании сайт-направленных нуклеаз, таких как TALENS (транскрипцонный активатор подобный эффектору нуклеаз) или системы CRISPR / Cas9 [89]. Использование этих методов редактирования генома может привести к производству растений, которые не будут классифицированы как ГМО в соответствии с действующим законодательством. Однако, в настоящее время Европейская комиссия проводит оценку использования сайт-направленных нуклеаз, а также других новых методов редактирования геномов, чтобы определить, в какой степени они должны рассматриваться как генетически модифицированные организмы [90], т.е. вопрос этот до сих пор открыт.

Работа частично выполнена при поддержке гранта Российского фонда фундаментальных исследований “17-04-00853-а”.

Список литературы

 

  1. Sage R. F., Sage T. L., Kocacinar F. Photorespiration and the Evolution of C4 Photosynthesis // Annu. Rev. Plant Biol. 2012. V. 63. P.19–47. doi: 10.1146/annurev-arplant-042811-105511.
  2. Bauwe H., Hagemann M., Kern R., Timm S. Photorespiration has a dual origin and manifold links to central metabolism // Curr Opin Plant Biol. 2012.V. 15. P. 269–275. doi: 10.1016/j.pbi.2012.01.008.
  3. Osmond C.B. Photorespiration and photoinhibition. Some implications for the energetics of photosynthesis // Biochim. Biophys. Acta. 1981.V. 639. P. 77–98.
  4. Bloom A.J., Burger M., Rubio-Asensio J.S., Cousins A.B. Carbon dioxide enrichment inhibits nitrate assimilation in wheat and Arabidopsis // Science. 2010. V. 328. P. 899–903.
  5. Igarashi D., Tsuchida H., Miyao M., Ohsumi C. Glutamate: glyoxylate aminotransferase modulates amino acid content during photorespiration // Plant Physiol. 2006. V. 142. P. 901–910.
  6. Peterhansel C., Horst I., Niessen M., Blume C., Kebeish R., Kürkcüoglu S., Kreuzaler F. Photorespiration // Arabidopsis Book. 2010. V. 8. e0130. DOI: 10.1199/tab.0130
  7. Voss I., Sunil B., Scheibe R., Raghavendra A. S. Emerging concept for the role of photorespiration as an important part of abiotic stress response // Plant Biol. 2013.V. 15. P. 713–722.
  8. Рахманкулова З.Ф. Взаимосвязь фотосинтеза и дыхания целого растения в норме и при неблагоприятных внешних условиях // ЖОБ. 2002. Т.63. С. 44–53.
  9. Sweetlove L.J., Lytovchenko A., Morgan M., Nunes-Nesi A., Taylor N.L., Baxter C.J., Eickmeier I., Fernie A.R. Mitochondrial uncoupling protein is required for efficient photosynthesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 19587–19592.
  10. Рахманкулова З.Ф. Уровни регуляции энергетического обмена в растениях // Вестник Башкирского университета. 2009. Т. 14. С. 11411154.
  11. Busch F.A. Current methods for estimating the rate of photorespiration in leaves // Plant Biol. 2013. V.15. P. 648–655.
  12. Hagemann M. Photorespiration: origins and metabolic integration in interacting compartments // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 2915–2918. doi:10.1093/jxb/erw178.
  13. Peterhänsel C., Krause K., Braun H.P., Espie G.S., Fernie A.R., Hanson D.T., Keech O., Maurino V.G., Mielewczik M., Sage R.F. Engineering photorespiration: current state and future possibilities // Plant Biol. 2013. V. 15. P. 754–758.
  14. Hagemann M., Bauwe H. Photorespiration and the potential to improve photosynthesis // Curr Opin Chemical Biol. 2016. V. 35. P. 109–116.
  15. Timm S., Mielewczik M., Florian A., Frankenbach S., Dreissen A., Hocken N., Fernie A.R., Walter A., Bauwe H. High-to-low CO2 acclimation reveals plasticity of the photorespiratory pathway and indicates regulatory links to cellular metabolism of Arabidopsis // PLoS One. 2012. V.7: e42809. doi.org/10.1371/journal.pone.0042809.
  16. Fernie A.R., Bauwe H., Eisenhut M., Florian A., Hanson D. T., Hagemann M., Keech O., Mielewczik M., Nikoloski Z., Peterhansel C., Roje S., Sage R., Timm S., von Cammerer S., Weber A. P. M., Westhoff P. Perspectives on plant photorespiratory metabolism // Plant Biol. 2013. V. 15. P. 748–753.
  17. Keech O., Gardeström P., Kleczkowski L.A., Rouhier N. The redox control of photorespiration: from biochemical and physiological aspects to biotechnological considerations: Redox control of photorespiration // Plant Cell Environ. 2016. V. 40. P. 553−569. doi: 10.1111/pce.12713.
  18. Somerville C.R. An early Arabidopsis demonstration. Resolving a few issues concerning photorespiration // Plant Physiol. 2001. V. 125. P. 20–24.
  19. Zelitch I., Schultes N.P., Peterson R.B., Brown P., Brutnell T.P. High glycolate oxidase activity is required for survival of maize in normal air // Plant Physiol. 2009. V. 149. P. 195–204.
  20. Sage R.F. Tracking the evolutionary rise of C4 metabolism // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 2919–2922.
  21. Sage R.F. Photorespiratory compensation: A driver for biological diversity // Plant Biol. 2013. V. 15. Р. 624–638. doi: 10.1111/plb.12024. 
  22. Pérez-Delgado C.M., Moyano T.C., García-Calderón M., Canales J., Gutiérrez R.A., Márquez A.J., Betti M. Use of transcriptomics and co-expression networks to analyse the interconnections between nitrogen assimilation and photorespiratory metabolism // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 3095–3108.
  23. Kelly G.J., Latzko E. Inhibition of spinach-leaf phosphofructokinase by 2-phosphoglycollate // FEBS Lett. 1976. V. 68. P. 55–58.
  24. Xu H., Zhang J., Zeng J., Jiang L., Liu E., Peng C., He Z., Peng X. Inducible antisense suppression of glycolate oxidase reveals its strong regulation over photosynthesis in rice // J Exp Bot. 2009. V. 60. P. 1799–809.
  25. Timm S., Wittmib M., Gamlien S., Ewald R., Florian A., Frank M., Wirtz M., Hell R., Fernie A.R., Bauwe H. Mitochondrial dihydrolipoyl dehydrogenase activity shapes photosynthesis and photorespiration of Arabidopsis thaliana // The Plant Cell. 2015. V. 27. P. 1968–1984.
  26. Huang W., Hu H., Zhang S.B. Photorespiration plays an important role in the regulation of photosynthetic electron flow under fluctuating light in tobacco plants grown under full sunlight // Front Plant Sci. 2015. V. 6:621. doi: 10.3389/fpls.2015
  27. Obata T., Florian A., Timm S., Bauwe H., Fernie A.R. On the metabolic interaction of (photo) respiration // J Exp Bot. 2016. V.67. P.3003–3014.
  28. Lindén P., Keech O., Stenlund H., Gardeström P., Moritz T. Reduced mitochondrial malate dehydrogenase activity has a strong effect on photorespiratory metabolism as revealed by 13C-labelling // J Exp Bot. 2016. V.67. P. 3123–3135.
  29. Fromm S., Senkler S., Eubel H., Peterhänsel C., Braun H.P. Life without complex I: proteome analyses of an Arabidopsis mutant lacking the mitochondrial NADH dehydrogenase complex // J Exp Bot. 2016. V. 67. P.3079–3093.
  30. Hagemann M., Kern R., Maurino V.G., Hanson D.T., Weber A.P., Sage R.F., Bauwe H. Evolution of photorespiration from cyanobacteria to land plants, considering protein phylogenies and acquisition of carbon concentrating mechanisms // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 2963–2976.
  31. Orf I., Timm S., Bauwe H., Fernie A.R., Hagemann M., Kopka J., Nikoloski Z. Can cyanobacteria serve as a model of plant photorespiration? A comparative meta-analysis of metabolite profiles // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 2941–2952.
  32. Popov V.N., Eprintsev A.T., Fedorin D.N., Igamberdiev A.U. Succinate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana is regulatedby light via phytochrome A // FEBS Letters. 2010. V. 584. P. 199–202.
  33. Sharkey T.D. Estimating the rate of photorespiration in leaves // Physiol. Plant. 1988. V. 73. P. 147–152.
  34. Эдвардс Дж., Уокер Д. Фотосинтез С3 и С4 растений: механизмы и регуляция: Пер. с англ. Москва: Мир. 1986. 590 с.
  35. Sharkey T.D., Seemann J.R., Pearcy R.W. Contribution of metabolites of photosynthesis to postillumination CO2 assimilation in response to light flecks// Plant Physiol. 1986. V. 82. P. 1063–1068.
  36. Tcherkez G., Cornic G., Bligny R., Gout E., Ghashghaie J. In vivo respiratory metabolism of illuminated leaves // Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 1596–1606.
  37. Sage R.F., Sharkey T.D. The effect of temperature on the occurrence of O2 and CO2 insensitive photosynthesis in field-grown plants // Plant Physiol. 1987. V. 84. P. 658–664.
  38. Parnik T., Keerberg O. Advanced radiogasometric methodfor the determination of the rates of photorespiratory and respiratory decarboxylations of primary and stored photosynthates under steady-state photosynthesis // Physiol Plant. 2007. V. 129. P. 34–44.
  39. Busch F.A., Sage T.L., Cousins A.B., Sage R.F. C3 plants enhance rates of photosynthesis by reassimilating photorespired and respired CO2 // Plant Cell Environ. 2013. V. 36. P. 200–212.
  40. Лайск А.Х. Кинетика фотосинтеза и фотодыхания C3- растений. Москва: Наука. 1977. 194 с.
  41. von Caemmerer S. Biochemical models of leaf photosynthesis. Collingwood: CSIRO Publishing, 2000. 165 p.
  42. Parnik T., Ivanova H., Keerberg O. Photorespiratory and respiratory decarboxylations in leaves of C3 plants under different CO2 concentrations and irradiances // Plant Cell Environ. 2007. V. 30. P. 1535–1544.
  43. Tcherkez G., Mahe´ A., Gue´rard F., Boex-Fontvieille E.R.A., Gout E., Lamothe M., Barbour M.M., Bligny R. Short-term effects of CO2 and O2 on citrate metabolism in illuminated leaves // Plant Cell Environ. 2012. V. 35. P. 2208–2220. DOI: 10.1111/j.1365- 3040.2012.02550.x.
  44. Mattsson M., Schjoerring J.K. Ammonia emission from young barley plants: influence of N source, light/dark cycles and inhibition of glutamine synthetase // J Exp Bot. 1996. V. 47. P. 477–484.
  45. Cegelski L., Schaefer J. NMR determination of photorespiration in intact leaves using in vivo 13CO2 labeling // J Magnetic Resonance. 2006. V. 178. P.1–10.
  46. Алехина Н.Д., Балнокин Ю.В., Гавриленко В.Ф., Жигалова Т.В., Мейчик Н.Р., Носов А.М., Полесская О.Г., Харитонашвили Е.В., Чуб В.В. Фотодыхание // Физиология растений / Под ред. Ермакова И.П. Москва: Академия, 2005. C. 199–202.
  47. Foyer C.H., Bloom A.J., Queval G., Noctor G. Photorespiratory metabolism: genes, mutants, energetics, and redox signaling // Annu. Rev. Plant Biol. 2009. V. 60. P. 455–484.
  48. Pérez-Delgado C.M., García-Calderón M., Márquez A.J., Betti M. Reassimilation of photorespiratory ammonium in Lotus japonicas plants deficient in plastidic glutamine synthetase // PLoS One. 2015. V.10. e0130438.
  49. Timm S., Florian A., Wittmiß M., Jahnke K., Hagemann M., Fernie A., Bauwe H. Serine acts as metabolic signal for the transcriptional control of photorespiration-related genes in Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. 2013. V. 162. P. 379–389.
  50. Palmieri M.C., Lindermayr C., Bauwe H., Steinhauser C., Durner J. Regulation of plant glycine decarboxylase by S-nitrosylation and glutathionylation // Plant Physiol. 2010. V. 152. P. 1514–1528.
  51. Marchand C., LeMarechal P., Meyer Y., Miginiac-Maslow M., Issakidis-Bourguet E., Decottignies P. New targets of Arabidopsis thioredoxins revealed by proteomic analysis // Proteomics. 2004. V. 4. P. 2696–2706.
  52. Foyer C., Noctor G. Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation, and practical implications // Antioxid Redox Signal. 2009. V. 11. P. 861–905.
  53. Michelet L., Zaffagnini M., Morisse S., Sparla F., Perez-Perez M.E., Francia F., Danon A., Marchand C.H., Fermani S., Trost P., Lemaire S.D. Redox regulation of the Calvin–Benson cycle: something old, something new // Front Plant Sci. 2013. V.4:470. doi:  10.3389/fpls.2013.00470.
  54. Daloso D., Muller K., Obata T., Florian A., Tohge T., Bottcher A., Riondet C., Bariat L., Carrari F., Nunes-Nesi A., Buchanan B., Reichheld J., Araújo W., Fernie A. Thioredoxin, a master regulator of the tricarboxylic acid cycle in plant mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. P.1392–1400.
  55. Chibani K., Couturier J., Selles B., Jacquot J.P., Rouhier N. The chloroplastic thiol reducing systems: dual functions in the regulation of carbohydrate metabolism and regeneration of antioxidant enzymes, emphasis on the poplar redoxin equipment // Photosynth. Res. 2010. V.104. P. 75–99.
  56. Scheibe R., Beck E. Drought, desiccation andoxidative stress// Ecological studies /Eds. Leuttge U., Beck E., Bartels D. Berlin: Springer, 2011.V. 215. P. 209–231.
  57. Sicher R.C., Barnaby J.Y. Impact of carbon dioxide enrichment on the responses of maize leaf transcripts and metabolites to water stress // Physiol Plant. 2012. V. 144. P. 238–253.
  58. Guan X.Q., Zhao S.J., Li D.Q., Shu H.R. Photoprotective function of photorespiration in several grapevine cultivars under drought stress // Photosynthetica. 2004. V. 42. P. 31–36.
  59. Miller G., Suzuki N., Ciftci-Yilmaz S., Mittler R. Reactive oxygen species homeostasis and signaling during drought and salinity stresses // Plant Cell Environ. 2010. V. 33. P. 453–467.
  60. Igamberdiev A.U, Lea P.J. Land plants equilibrate O2 and CO2 concentrations in the atmosphere // Photosynth Res. 2006. V. 87. P. 177−94.
  61. Sage R.F., Christin P.-A., Edwards E.J. The C4 plant lineages of planet Earth // J Exp Bot. 2011. V. 62. P. 3155–3169. DOI:10.1093/jxb/err1048.
  62. Raven J.A., Cockell C.S., De La Rocha C.L. The evolution of inorganic carbon concentrating mechanisms in photosynthesis // Phil Trans Royal Soc B. 2008. V. 363. P. 2641–50.
  63. Way D.A. What lies between: the evolution of stomatal traits on the road to C4 photosynthesis // New Phytol. 2012. V. 193. P. 291–293.
  64. Edwards G.E., Voznesenskaya E. Kranz forms and single cell C4 in terrestrial plants // C4 photosynthesis and related CO2concen-trating mechanisms, Advances in photosynthesis /eds. Raghavendra A.S., Sage R.F. Heidelberg, Berlin: Springer, 2011. V. 32. P. 29–61.
  65. Borland A.M., Maxwell K., Griffiths H. Ecophysiology of plants with crassulaceanacidmetabolism //Photosynthesis: physiology and metabolism /eds Leegood R.C., Sharkey T.D., von Caemmerer S. Dordrecht: Kluwer Academic Press, 2000. P. 583–605.
  66. Badger M.R., Price G.D. CO2concentrating mechanisms in cyanobacteria: molecular components, their diversity and evolution // J Exp Bot. 2003. V. 54. P. 609–22.
  67. Raven J.A., Giordano M., Beardall J., Maberly S.C. Algal evolution in relation toatmospheric CO2: carboxylases, carbon-concentrating mechanisms and carbonoxidation cycles // Phil Trans Royal Soc B. 2012. V. 367. P. 493–507.
  68. Döring F., Streubel M., Bräutigam A., Gowik U. Most photorespiratory genes are preferentially expressed in the bundle sheath cells of the C4 grass Sorghum bicolor // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 3053–3064.
  69. Sage R.F., Khoshravesh R., Sage T.L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis // J Exp Bot. 2014. V. 65. P. 3341-56. DOI: 10.1093/jxb/eru180.
  70. Monson R.K., Edwards G.E., Ku M.S.B. C3-C4intermediate photosynthesis in plants // Bioscience. 1984. V. 34. P. 563–71.
  71. Bauwe H. Photorespiration: the bridge to C4photosynthesis // C4photosynthesis and related CO2concentrating mechanisms. Advances in photosynthesis /eds. Raghavendra A.S., Sage R.F. Heidelberg, Berlin: Springer, 2011. V. 32. P. 81–108.
  72. Рахманкулова З.Ф., Шуйская Е.В., Воронин П.Ю., Веливецкая Т.А., Игнатьев А.В., Усманов И.Ю. Роль фотодыхания и циклического транспорта электронов в эволюции С4 фотосинтеза на примере промежуточного С34 вида Sedobassia sedoides // Физиология растений. 2018.
  73. Tilman D., Cassman K.G., Matson P.A., Naylor R., Polasky S. Agricultural sustainability and intensive production practices // Nature. 2002. V. 418. P. 671–677.
  74. Betti M., Bauwe H., Busch F.A., Fernie A.R., Keech O., Levey M., Ort D.R., Parry M.A., Sage R., Timm S., Walker B., Weber A.P. Manipulating photorespiration to increase plant productivity: recent advances and perspectives for crop improvement // J Exp Bot. 2016. V. 67. P. 2977–2988.
  75. Walker B.J., Van Loocke A., Bernacchi C.J., Ort D.R. The cost of photorespiration to food production now and in the future // Annu. Rev. Plant Biol. 2016. V. 67. P. 107–129.
  76. Aliyev J.A. Photosynthesis, photorespiration and productivity of wheat and soybean genotypes //Physiol. Plant. 2012. V. 145. P. 369–383.
  77. Timm S., Bauwe H .The variety of photorespiratory phenotypes – employing the current status for future research directions on photorespiration // Plant Biol. 2013. V 15. P. 737–747.
  78. Andersson I. Catalysis and regulation in Rubisco // J Exp Bot. 2008. V. 59. P. 1555–1568.
  79. Price G.D., Badger M.R., von Caemmerer S. The prospect of using cyanobacterial bicarbonate transporters to improve leaf photosynthesis in C3crop plants // Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 20–26.
  80. Zabaleta E., Martin M.V., Braun H.-P. A basal carbon concentrating mechanism in plants? // Plant Science. 2012. V. 187. P. 97–104.
  81. Kebeish R., Niessen M., Thiruveedhi K., Bari R., Hirsch H.-J., Rosenkranz R., Stabler N., Schonfeld B., Kreuzale F., Peterhansel C. Chloroplastic photorespiratory bypass increases photosynthesis and biomass production in Arabidopsis thaliana // Nat Biotechnol. 2007. V. 25. P. 593–599.
  82. Maier A., Fahnenstich H., von Caemmerer S., Engqvist M.K., Weber A.P.M., Flügge U.-I., Maurino V.G. Transgenic Introduction of a Glycolate Oxidative Cycle into A. thaliana Chloroplasts Leads to Growth Improvement. // Front Plant Sci. 2012. V.3:38. doi: 10.3389/fpls.2012.00038.
  83. Carvalho J., Madgwick P., Powers S., Keys A., Lea P., Parry M. An engineered pathway for glyoxylate metabolism in tobacco plants aimed to avoid the release of ammonia in photorespiration // BMC Biotechnol. 2011. V. 11:111. DOI: 10.1186/1472-6750-11-111.
  84. Dalal J., Lopez H., Vasani N.B., Hu Z., Swift J.E., Yalamanchili R., Dvora M., Lin X., Xie D., Qu R., Sederoff H.W. A photorespiratory bypass increases plant growth and seed yield in biofuel crop Camelina sativa // Biotechnol Biofuels. 2015. V. 8:175. DOI:10.1186/s13068-015-0357-1.
  85. Haimovich-Dayan M., Lieman-Hurwitz J., Orf I., Hagemann M., Kaplan A. Does 2-phosphoglycolate serve as an internal signal molecule of inorganic carbon deprivation in the cyanobacterium Synechocysti ssp. PCC 6803? // Environ Microbiol. 2015. V.17. P.1794–1804.
  86. Wu J., Zhang Z., Zhang Q., Han X., Hu X., Lu T. The molecular cloning and clarification of a photorespiratory mutant, oscdm1, using enhancer trapping // Front Genetics. 2015. V. 6:226. doi.org/10.3389/fgene.2015.00226.
  87. Nunes-Nesi A., Santos B.D., Inostroza-Blacheteau C., Fernie A.R., Araъjo W. The complex role of mitochondrial metabolism in plant aluminum tolerance // Trends Plant Sci. 2014. V.19. P.399–407.
  88. Scharff L.B., Bock R. Synthetic biology in plastids // Plant J. 2014. V. 78. P. 783–798.
  89. Araki M., Ishii T. Towards social acceptance of plant breeding through genome editing // Trends Plant Sci. 2015. V. 20. P. 145–149.
  90. Lusser M., Parisi C., Plan D., Rodrнguez-Cerezo E. Deployment of new biotechnologies in plant breeding // Nat Biotechnol. 2012. V. 30. P. 231–239.
  91. Queval G., Issakidis-Bourguet E., Hoeberichts F.A., Vandorpe M., Gakiиre B., Vanacker H., Miginiac-Maslow M., Breusegem F.V., Noctor G. Conditional oxidative stress responses in the Arabidopsis photorespiratory mutant cat2 demonstrate that redox state is a key modulator of daylength-dependent gene expression, and define photoperiod as a crucial factor in the regulation of H2O2-induced cell death // Plant J. 2007. V. 52. P. 640–657.
  92. McClung C.R., Hsu M., Painter J.E., Gagne J.M., Karlsberg S.D., Salome P.A. Integrated temporal regulation of the photorespiratory pathway. Circadian regulation of two Arabidopsis genes encoding serine hydroxymethyltransferase // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 381–392.

 

 

Свойства и регуляция ферментов гликолатного цикла

 

 

 

Фермент

Локализация

Свойства и регуляция

1

 

2-Фосфогликолат фосфатаза (2-ФГФ, PGLP, EC 3.1.3.18)

Хлоропласты

 

Транскрипция гена Pglp в зеленых частях растений индуцируется светом и подавляется осмотическим стрессом или низкой доступностью нитратов [47].

2

Гликолат оксидаза (ГО,GO, EC 1.1.3.15)

Пероксисомы

 

Экспрессия и активность генов Go положительно регулируется светом и азотом [47].

3

Каталаза (КАТ, CAT, EC 1.11.1.6)

Пероксисомы

 

Фотодыхательный ген каталазы Cat2 стимулируется светом и циркадным ритмом, активируется ранним утром [91].

4

 

Глутамат:глиоксилат

аминотрансфераза (ГГАТ, GGAT, EC 2.6.1.4)

Пероксисомы

Гены Ggat1 и Ggat2 регулируются циркадными ритмами по-разному. В начале фотопериода индуцируется Ggat2, при этом Ggat1 репрессирован и активизируется позже, обеспечивая постоянную активность GGAT в течение дня [5].

5

 

 

 

 

 

 

 

 

Глициндекарбоксилаза (ГДК, GLD). Комплекс ГДК состоит из P-, H-, T- и L- белков. P-белок, пиридоксаль-5-фосфатсодержащий
гомодимер (ЕС 1.4.4.2), H-белок не является ферментным компонентом комплекса, а является кофактором, Т-белок, мономерная аминометилтрансфераза (EC 2.1.2.10), L-белок, гомодимерная дигидролипоамиддегидрогеназа (EC 1.8.1.4)

Митохондрии

Комплекс ГДК состоит из P-, H-, T- и L- белков. Глицин связывается с пиридоксальфосфатным кофактором P-белка, декарбоксилируется и переносится в H-белок. Т-белок высвобождает NH3 и переносит метиленовую группу тетрагидрофолат. L-белок катализирует повторное окисление H- белка. Большинство генов комплекса регулируются светом, а некоторые подавляются низкими концентрациями азота [6,47].

6

 

Серингидроксиметилтрансфераза (СГМТ,SHM EC. 2.1.2.1)

Митохондрии

Положительно регулируется светом и циркадианными ритмами, ген не экспрессируется в корнях [92].

7

 

 

Серин:глиоксилат

аминотрансфераза(СГАТ, SGAT, EC 2.6.1.45)

 

Пероксисомы

Ген Sgat индуцируется светом и подавляется низким азотом, подобно большинству остальных фотодыхательных генов [47].

8

 

Гидроксипируватредуктаза (ГПР, HPR, EC 1.1.1.29)

Пероксисомы

Ген Hpr1 положительно регулируется светом и репрессируется низким содержанием азота [47].

9

 

Хлоропластная 3-киназа D-

глицерата, глицерат-киназа (ГЛК,GLYK, EC 2.7.1.31)

Хлоропласты

Транскрипционная регуляция гена Glyk отличается от большинства других фотодыхательных генов. В частности, экспрессия гена Glyk не активируется светом [47].

10

Глутаминсинтетаза (ГС,GS; EC 6.1.3.2)

Хлоропласты

Ген Gs2 индуцируется светом и подавляется низким содержанием азота [47].

11

 

 

 

Ферредоксин-зависимый глутамин:оксоглутарат аминотрансфераза (Фд-ГОГАТ, Fd- GOGAT; EC 1.4.7.1)

Хлоропласты

Ген Glu1 индуцируется светом и сахарозой [6].

Подписи к рисункам:

Рис. 1. Фотодыхательный (гликолатный) цикл. А, Б, В – альтернативные фотодыхательные пути (---) [6], Г, Д, Е – трансгенные пути ( ), направленные на снижение фотодыхательных потерь [81,82,83]. Жирным шрифтом выделены интермедиаты основного фотодыхательного цикла.

Ферменты: 1 – 2-фосфогликолатфосфатаза, 2 – гликолат оксидаза, 3 – каталаза, 4 – глутамат:глиоксилат аминотрансфераза, 5 – глициндекарбоксилаза, 6 – серин-гидроксиметилтрансфераза, 7 – серин:глиоксилат аминотрансфераза, 8 – гидроксипируватредуктаза, 9 – глицерат-киназа, 10 – глутаминсинтетаза, 11 – ферредоксин-зависимый глутамин: оксоглутарат аминотрансфераза, 12 – гликолатдегидрогеназа, 13 – глиоксилаткарболигаза, 14 – тартрониксемиальдегидредуктаза. ТГФ– тетрагидрофолат, ДИТ 1и 2 –дикарбоксилатные транспортеры. Нумерация ферментов (1-11) как в таблице.

 

Рис. 2. Этапы эволюционных изменений от С3, через С2 к С4 фотосинтезу [1, 69].

Сокращения: (СН2)n–углеводы, С2–глицин, С4 – органические дикарбоновые кислоты (малат, аспартат), П – пероксисома, М – митохондрия, ФГ – фосфогликолат, ГДК –глициндекарбоксилаза, ФЕПк – фосфоенолпируваткарбоксилаза, КМ – клетки мезофилла, КО – клетки обкладки проводящего пучка. Прото-Кранц и С4-подобные – промежуточные этапы С4 эволюции.