УДК 581.1
ВЛИЯНИЕ ДВИЖЕНИЯ ЦИТОПЛАЗМЫ НА ФОТОСИНТЕТИЧЕСКУЮ АКТИВНОСТЬ ХЛОРОПЛАСТОВ В МЕЖДОУЗЛИЯХ Chara corallina
© 2011 г. С. О. Додонова, А. А. Булычёв
Кафедра биофизики, Биологический факультет Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова, Москва
Поступила в редакцию 24.01.2011 г.
Движение цитоплазмы играет важную роль в клеточных процессах, так как ускоряет обмен между цитоплазмой и органеллами и обеспечивает латеральный транспорт веществ на значительные расстояния. Для выявления роли циклозиса в функционировании хлоропластов наиболее подходящими представляются условия, близкие к естественному мозаичному освещению, когда в клетке чередуются участки с темновым и фотосинтетическим метаболизмом. В связи с этим, измеряли световые кривые и индукционные изменения флуоресцентных показателей фотосинтетической активности хлоропластов на микроучастке (d ~ 100 мкм) интернодальных клеток Chara corallina Klein ex Willd. в условиях частичного и полного освещения междоузлия при нормальном движении цитоплазмы, а также после остановки циклозиса под действием ингибитора актиновых микрофиламентов (цитохалазина B). В контрольных условиях общее освещение клетки вызывало значительное нефотохимическое тушение флуоресценции (NPQ) со световым насыщением при плотности потока квантов ~40 мкмоль/(м2 с). В отличие от этого, освещение небольшого (шириной 2 мм) участка клетки не вызывало заметного развития NPQ в диапазоне интенсивностей до 100 мкмоль/(м2 с), что свидетельствует о значительно более активном фотосинтезе хлоропластов в условиях локального освещения. После подавления циклозиса цитохалазином B световые зависимости NPQ были представлены примерно равными сигмоидными кривыми, независимо от способа освещения клетки. Различия световых и индукционных кривых NPQ при общем и локальном освещении восстанавливались после отмывания клетки от ингибитора и возобновления циклозиса. Эти и другие данные говорят о том, что различия в активности хлоропластов при общем и местном освещении непосредственно связаны с переносом неоднородной по составу цитоплазмы между частями клетки с фотосинтетическим и дыхательным метаболизмом.
__________
Сокращения: КВ ФС II – квантовый выход фотохимической реакции ФС II; NPQ – нефотохимическое тушение флуоресценции.
Адрес для корреспонденции: Булычёв Александр Александрович. 119991 Москва, Воробьевы горы, 1. Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет, кафедра биофизики. Факс: 007 (495) 939-11-15; электронная почта: bulychev@biophys.msu.ru
 Ключевые слова: Chara corallina  движение цитоплазмы  фотосинтез  неравномерное освещение  хлоропласты  флуоресценция хлорофилла  нефотохимическое тушение  цитохалазин B  потенциал действия

ВВЕДЕНИЕ

Транспорт веществ с потоком непрерывно движущейся цитоплазмы служит важным фактором в системе внутриклеточной коммуникации и регуляции [1]. Активное движение жидкости относительно поверхности мембран сужает толщину неперемешиваемого слоя [2, 3], что ускоряет диффузионный транспорт метаболитов между органеллами и окружающей средой [4]. Не меньшую роль играет латеральный перенос вещества на макроскопические расстояния. Такой перенос, проявляющийся наиболее ярко в клетках харовых водорослей, особенно важен в природных условиях при естественном неравномерном освещении, когда освещенные участки на поверхности междоузлия чередуются с зонами затенения. В этом случае циклозис обеспечивает внутриклеточное перераспределение веществ между участками с преобладанием темнового или фотосинтетического метаболизма. При равномерном освещении объекта, когда все части клетки находятся в равных условиях, роль латерального переноса может быть менее заметной.
Междоузлия харовых водорослей служат наиболее удобным объектом для изучения роли циклозиса в клеточных процессах. Движение цитоплазмы у харофитов происходит с максимальной для растительных клеток скоростью (~100 мкм/с). Движущая сила возникает при взаимодействии тяжей актина, прикрепленных к внутренней поверхности неподвижного слоя хлоропластов, и миозина, связанного со свободно перемещающимися органеллами эндоплазмы [5]. В опытах с частичным освещением клеток Chara показано, что свойства цитоплазмы в области светового луча изменяются за счет обмена ионов и метаболитов с фотосинтезирующими пластидами, а векторный перенос модифицированной цитоплазмы в прилегающую теневую область вызывает асимметричные сдвиги внеклеточного pH и флуоресценции хлоропластов вокруг освещаемой зоны [6, 7]. Это означает, что циклозис может оказывать существенное влияние на фотосинтетическую активность клетки, однако сведения в этой области крайне малочисленны. У некоторых видов растений хлоропласты перемещаются с потоком цитоплазмы, что может оптимизировать поглощение света, но у харовых водорослей хлоропласты неподвижны и образуют одиночный плотно упакованный слой по периферии клетки.
Роль циклозиса в фотосинтетической активности хлоропластов Characeae изучали в одной из ранних работ [8]. В условиях общего освещения междоузлий харовой водоросли подавление движения цитоплазмы с помощью цитохалазина B не сказывалось заметным образом на фотосинтетической фиксации 14CO2. Эти наблюдения послужили основой для представления о том, что движение цитоплазмы не оказывает существенного влияния на фотосинтез харовых водорослей. Вместе с тем, вполне вероятно, что этот вывод справедлив лишь для частного случая равномерного освещения всей клетки, поскольку влияние течения цитоплазмы на фотосинтез может не проявляться в полной мере, когда все участки клетки находятся в равных световых условиях. Однако ситуация кардинально меняется при чередовании освещенных и затененных зон, так как в этом случае движение цитоплазмы усиливает обмен и взаимодействия между участками клетки с фотосинтетической и дыхательной активностью. Известно, что такого рода взаимодействия оказывают стимулирующее влияние на фотосинтез и защищают клетку от избыточного освещения [9].
Распространенный подход к оценке фотосинтетической активности in vivo основан на анализе флуоресценции хлорофилла с помощью метода насыщающих импульсов [10, 11]. Квантовый выход фотохимических процессов в ФС II (КВ ФС II), определяемый по уровню флуоресценции на действующем и насыщающем свету, служит показателем скорости нециклического переноса электронов при условии постоянной интенсивности света. Нефотохимическое тушение (NPQ) отражает возрастание тепловых потерь поглощаемой световой энергии в условиях, когда восстановленные продукты фотосинтетического транспорта электронов (НАДФ∙Н) не могут быть полностью утилизированы в темновых реакциях фиксации углекислоты. Возрастание NPQ, наряду с восстановлением первичного акцептора Qa (ослабление фотохимического тушения), является важным фактором, понижающим КВ ФС II при высоких интенсивностях света.
В настоящей работе ставили цель сравнить флуоресцентные параметры хлоропластов водоросли Chara (NPQ, КВ ФС II) в условиях освещения всей клетки или небольшой ее части в физиологическом состоянии и при подавлении движения цитоплазмы с помощью специфического ингибитора цитохалазина B. Результаты раскрывают важную роль циклозиса в фотосинтетической активности хлоропластов модельной растительной клетки в покое и при возбуждении.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Водоросли Chara corallina Klein ex Willd. выращивали в аквариуме при комнатной температуре и рассеянном дневном освещении. Использовали закончившие рост одиночные клетки междоузлий длиной около 6 см и диаметром 0.9–1.0 мм, выдержанные не менее суток в искусственной прудовой воде, содержавшей 0.1 мМ KCl, 1.0 мМ NaCl и 0.1 мМ CaCl2. В среду вносили около 0.2 мМ NaHCO3 для доведения pH до 7.0. Использовали молодые клетки без кальциевых отложений, которые размещали в прозрачной плексигласовой камере на столике инвертированного микроскопа Axiovert 25-CFL (“Zeiss”, Германия). Методика измерения флуоресцентных параметров хлоропластов на микроучастке диаметром ~100 мкм описана ранее [12, 13]. Коэффициент нефотохимического тушения рассчитывали по формуле: NPQ = (Fm  Fm’)/Fm’, где Fm и Fm’  максимальный выход флуоресценции, вызываемый насыщающим световым импульсом после темновой адаптации и на действующем свету соответственно. Эффективный квантовый выход фотореакции ФС II определяли по уравнению F/Fm’ = (Fm’  F)/Fm’, где F обозначает фактический уровень флуоресценции на действующем свету.
Клетки освещали с помощью верхнего осветителя микроскопа через синий светофильтр СЗС-22 (λ < 580 нм, максимальная плотность потока квантов 100 мкмоль/(м2 с)). Для локального освещения участка клетки светом той же интенсивности и спектрального состава на пути световых лучей (на расстоянии 2 мм от поверхности клетки) помещали светонепроницаемый экран с прямоугольным окном шириной 2 мм. Для изменения интенсивности света использовали нейтральные стеклянные светофильтры. В ходе измерения световых кривых параметры флуоресценции F и Fm’ при каждой интенсивности освещения определяли после достижения стационарных значений; длительность экспозиции составляла обычно 3 мин. В некоторых случаях переход к стационарному состоянию занимал 5–6 мин. Плотность потока квантов определяли сферическим датчиком Micro Quantum Sensor US-SQS (“Walz”, Германия), подключенным к блоку управления микрофлуориметра (PAM Control Unit, “Walz”).
Для локального освещения участка клетки интенсивным белым светом использовали светодиодный источник (светодиод Luxeon LXK2-PWN2-S00, "Lumileds", США) с программируемым блоком питания. Протокол освещения задавали с помощью компьютерной программы WinWCP (Strathclyde Electrophysiology Software). Выбранный участок клетки освещали с помощью гибкого световода, укрепленного в держателе микроманипулятора из комплекта КМ-1. Световод подводили к клетке, юстируя его положение с помощью микрометрических винтов манипулятора. Торец световода приближали к клетке под углом 45º; при такой ориентации световода лучи, отражаемые от объектива и дна камеры, не попадали на клетку, что обеспечивало контролируемый уровень ФАР в области измерения. Расстояние между центром анализируемого участка и границей освещенной зоны составляло, как правило, 3 мм.
Цитохалазин B (“Serva”, Германия) растворяли в диметилсульфоксиде (ДМСО) до концентрации 3 мг/мл. Конечная концентрация цитохалазина B в растворе составляла 15 мкг/мл (~30 мкМ). При этом концентрация ДМСО не превышала 0.5%. В используемой концентрации ДМСО не оказывает влияния на фотосинтез и скорость движения цитоплазмы [8]. В контрольных условиях скорость течения цитоплазмы составляла в разных клетках 70–100 мкм/с. Генерацию потенциалов действия вызывали путем пропускания одиночных прямоугольных импульсов тока (~10 мкА, 200 мс) через внеклеточные электроды, расположенные в разных отсеках измерительной камеры [13, 14].
На рисунках представлены результаты типичных опытов, выполненных в 3–5-кратном воспроизведении на разных междоузлиях. Экспериментальные точки на световых кривых отражают средние значения из 5–7 аналитических повторностей для отдельного опыта. Стандартные отклонения во всех случаях были сравнимы с размером символов и на графиках не показаны. Данные о КВ ФС II, приведенные в тексте, представляют средние значения и стандартные отклонения, рассчитанные по опытам с разными клетками (n – число клеток).
РЕЗУЛЬТАТЫ
Приток цитоплазмы из затенeнных участков снижает NPQ и повышает фотосинтетическую активность хлоропластов в зоне освещения
На рис. 1 представлены световые кривые NPQ, измеренные на микроучастке клетки C. corallina в физиологических условиях (а), после подавления движения цитоплазмы с помощью цитохалазина B (б) и после отмывания клетки от ингибитора и восстановления движения цитоплазмы (в). В контрольных условиях (рис. 1а) световые кривые, измеряемые на участке диаметром 100 мкм, кардинально различались в зависимости от того, попадала ли в зону освещения вся клетка или участок клетки шириной 2 мм. При общем освещении повышение плотности потока квантов до 40–50 мкмоль/(м2 с) приводило к резкому возрастанию NPQ до уровня насыщения, а при освещении участка клетки тушение отсутствовало во всем исследованном диапазоне световых потоков (до 100 мкмоль/(м2 с)). Аналогичные различия световых кривых в зависимости от способа освещения наблюдали и при измерениях КВ ФС II. При локальном освещении этот параметр практически не изменялся в указанном диапазоне интенсивностей света (сдвиг от 0.66 ± 0.03 в темноте до 0.64 ± 0.034 на ярком свету, n = 10). При освещении всего междоузлия КВ ФС II снижался от 0.66 до 0.25 ± 0.087 (n = 10) c возрастанием интенсивности света в исследованном интервале. Различный ход световых кривых для NPQ (и КВ ФС II) при полном и частичном освещении клетки говорит о том, что лимитирующей стадией фотосинтеза при общем освещении клетки являются темновые стадии (реакции цикла Кальвина), чувствительные к химическому составу цитоплазмы, поступающей из освещенных или затененных участков клетки.
На рис. 1б показаны результаты измерений световых кривых NPQ при общем и локальном освещении после 2-часовой инкубации клетки на свету в присутствии цитохалазина B. В результате такой обработки движение цитоплазмы практически полностью прекратилось. В этих условиях световые зависимости NPQ при общем и локальном освещении проявляли существенное сходство: повышение интенсивности света сопровождалось сигмоидным возрастанием NPQ до примерно равных конечных значений. Аналогичное сходство зависимостей от интенсивности света при общем и частичном освещении в отсутствие циклозиса отмечено и для световых кривых КВ ФС II. Повышение интенсивности света сопровождалось снижением КВ ФС II от 0.65 до 0.15 ± 0.06 и 0.23 ± 0.095 (n = 4) при общем и локальном освещении соответственно.
На рис. 1в приведены световые кривые NPQ, измеренные после восстановления движения цитоплазмы в результате 2-часового отмывания клетки от цитохалазина В. В этих условиях световые кривые приближались к исходному виду. При общем освещении клетки наблюдали крутой S-образный переход NPQ от низких до высоких значений, тогда как при локальном освещении тушение было слабым; небольшое возрастание NPQ отмечали лишь при максимальной интенсивности света. Световые кривые для КВ ФС II также принимали исходный вид после отмывания цитохалазина B и восстановления циклозиса.
На рис. 2 представлены кинетические кривые изменений NPQ при общем и локальном освещении (интенсивность 100 мкмоль/(м2 с)) междоузлий Chara с физиологически нормальным движением цитоплазмы, после остановки циклозиса под действием цитохалазина B, а также после восстановления циклозиса в клетке, отмытой от ингибитора. Как видно из рис. 2а, экспозиция всей клетки на свету указанной интенсивности вызывала развитие NPQ в течение 2–3 мин освещения, тогда как при экспозиции небольшого участка (шириной 2 мм) тушение развивалось в начальный период освещения, а затем быстро снижалось до исходного уровня.
После подавления движения цитоплазмы специфическим ингибитором цитохалазином B кинетические кривые изменений NPQ в значительной мере совпадали (рис. 2б). В этом случае локальное освещение, так же как и общее освещение клетки, вызывало сильное нефотохимическое тушение флуоресценции, указывающее на снижение квантовой эффективности фотосинтеза.
В завершение опыта клетки отмывали в течение 2 ч от цитохалазина B путем периодической замены раствора на искусственную прудовую воду. Удаление ингибитора приводило к восстановлению движения цитоплазмы. Как показано на рис. 2в, после восстановления циклозиса кинетические кривые изменений NPQ при общем и локальном освещении становились вновь качественно различными. При общем освещении устанавливался высокий стационарный уровень NPQ, а при локальном освещении уровень NPQ сначала возрастал, а затем понижался до низкого стационарного значения. Вместе с тем, стационарный уровень NPQ при частичном освещении был не столь низким, как в исходном состоянии. Не исключено, что в условиях остановки циклозиса насыщающие световые импульсы оказывают повреждающее действие на хлоропласты, что проявляется в неполной обратимости кинетических кривых NPQ. Следует отметить, что движение цитоплазмы на участке клетки, подвергавшемся длительному периодическому действию насыщающих световых импульсов в ходе измерения световых и кинетических кривых NPQ и КВ ФС II, восстанавливалось не полностью и значительно медленнее, чем в остальных частях клетки, не облучаемых насыщающими импульсами.

Приток цитоплазмы из зоны интенсивного освещения повышает NPQ
и понижает фотосинтетическую активность хлоропластов

Представленные опыты показали, что приток цитоплазмы из затененных областей повышает фотосинтетическую активность хлоропластов в зоне измерения. Для полноты описания роли циклозиса важно установить, как изменяются флуоресцентные параметры хлоропластов в зоне измерения в условиях притока цитоплазмы из участков, освещаемых более интенсивным светом. В этой серии опытов для измерения флуоресцентных параметров выбирали участок клетки, где в поле зрения микроскопа цитоплазма двигалась в одном направлении (вдали от линии разделения встречных потоков). Синий свет заданной интенсивности освещал всю клетку целиком. Кроме того, к участку, расположенному выше по течению цитоплазмы, на расстоянии 3 мм от зоны измерения подводили световод для локального воздействия интенсивным белым светом. Таким образом, в зону измерения, освещаемую светом умеренной интенсивности (10–40 мкмоль/(м2 с)), поступала цитоплазма из зоны интенсивного освещения (1000–1500 мкмоль/(м2 с)).
На рис. 3 показаны изменения NPQ в зоне измерения при интенсивном освещении участка клетки, расположенного на расстоянии 3 мм выше по течению цитоплазмы (расстояние между оптоволоконной частью световода и зоной измерения). При локальном освещении клетки под углом 45º к горизонтальной поверхности амплитуда изменений NPQ варьировала в зависимости от интенсивности фонового освещения в зоне измерения. В отсутствие фонового освещения, а также при фоновом освещении низкой интенсивности приток цитоплазмы из ярко освещенной зоны не вызывал развития NPQ, а при более интенсивной фоновой подсветке освещение участка в стороне от зоны измерения вызывало существенное возрастание NPQ. При этом КВ ФС II снижался в соответствии с повышением NPQ. Эти опыты говорят о том, что приток цитоплазмы из области интенсивного освещения понижает световой порог развития NPQ и квантовую эффективность ФС II, замедляет нециклический поток электронов и повышает долю тепловых потерь поглощаемой световой энергии.

Опосредованные циклозисом внутриклеточные взаимодействия
модифицируют ответную реакцию хлоропластов на возбуждение плазмалеммы

Известно, что фотосинтетическая активность хлоропластов в интактной клетке Chara временно снижается в ответ на электрическое возбуждение плазмалеммы. Наиболее сильные изменения максимальной флуоресценции Fm’ в ответ на генерацию потенциала действия наблюдаются в области ФАР 20–40 мкмоль/(м2 с) для "щелочных" участков клетки, где происходит резкий подъем NPQ при общем освещении, и в области 40–60 мкмоль/(м2 с) для "кислых" участков клетки [13, 14]. Представляется вероятным, что изменения световой кривой NPQ при локальном освещении могут смещать область ФАР, в которой хлоропласты проявляют ответные реакции на возбуждение плазмалеммы. На рис. 4а показано, что при плотности светового потока 28 мкмоль/(м2 с) генерация потенциала действия приводила к возрастанию NPQ в условиях общего освещения клетки, но не оказывала влияния на NPQ при облучении небольшого (шириной 2 мм) участка клетки светом той же интенсивности и спектрального состава. Вместе с тем, при повышении интенсивности света до 63 мкмоль/(м2 с) ответная реакция NPQ на генерацию потенциала действия становилась незначительной в условиях общего освещения (на фоне высокого NPQ в покое), но отчетливо проявлялась в режиме локального освещения (рис. 4б). Таким образом, при переходе от общего к локальному освещению оптимальный диапазон ФАР, при котором электрическое возбуждение плазмалеммы вызывает возрастание NPQ, сдвигается в сторону более интенсивных световых потоков.

ОБСУЖДЕНИЕ

Результаты микрофлуориметрических измерений свидетельствуют о том, что в условиях равной интенсивности света фотосинтетическая активность хлоропластов существенно зависит от площади освещения клетки, причем эта зависимость напрямую обусловлена движением цитоплазмы. Показано, что световые кривые NPQ, а также КВ ФС II кардинально различаются в режимах общего и локального освещения, но эти различия стираются при остановке циклозиса. Ограничения скорости фотосинтеза при общем освещении клетки, по-видимому, обусловлены недостатком субстрата или повышенной концентрацией метаболитов, а не торможением фотохимических реакций. При активном переносе цитоплазмы из затененных участков в зону измерения указанные ограничения в основном снимаются. Различное влияние общего и локального освещения на индукционные изменения флуоресценции Fm’ хлоропластов Chara (рис. 2) было отмечено в более ранних работах [12, 14], однако причины наблюдаемых различий до последнего времени оставались невыясненными. Полученные результаты однозначно говорят о том, что высокая квантовая эффективность ФС II и низкий уровень NPQ в условиях частичного освещения клетки обусловлены постоянным обновлением среды в окружении освещаемых хлоропластов. В этом случае важен приток “темновой” цитоплазмы, состав которой не модифицирован фотосинтетической активностью, т.е. не обеднен неорганическим углеродом и свободен от метаболитов, выделяемых фотосинтезирующими хлоропластами. При остановке движения цитоплазмы и прекращении такого обновления среды вокруг хлоропластов, различия между эффектами общего и локального освещения полностью исчезали, а при возобновлении движения – вновь восстанавливались.
Описанные различия фотосинтетической активности хлоропластов при локальном и полном освещении клетки проявлялись вне зависимости от способности клеток формировать на свету зоны с разными значениями рН в примембранных слоях и разными КВ ФС II в слое хлоропластов [15]. Качественные различия световых кривых для флуоресцентных параметров (NPQ, КВ ФС II) наблюдали в области формирования как щелочных, так и кислых зон, а также на адаптированных к темноте клетках, у которых пространственно неоднородные зоны не были сформированы.
В данной работе существенная роль циклозиса в функционировании хлоропластов выявлена как при затенении участков клетки, из которых цитоплазма поступает в зону измерения флуоресцентных параметров, так и при интенсивном освещении областей, лежащих выше по течению цитоплазмы от зоны измерения. Результаты двух серий опытов говорят о том, что цитоплазма, поступающая в зону измерения из освещаемых участков клетки, вызывает тушение флуоресценции хлорофилла в анализируемой области, а цитоплазма, притекающая из затененных участков клетки, способствует снятию NPQ и повышает квантовую эффективность ФС II и скорость нециклического потока электронов.
Влияние освещения и затенения участков, расположенных в стороне от зоны измерения флуоресцентных параметров, описано также для листьев некоторых растений (Vicia faba, Nicotiana tabacum), у которых межклеточные воздушные полости объединены в единую сеть [16]. Такое влияние было объяснено латеральной диффузией СО2, однако эта интерпретация не получила подтверждения в опытах с растениями Commelina communis, обладающими связанной системой межклеточных воздушных полостей [17]. В настоящей работе на уровне одиночной клетки установлена зависимость фотосинтеза от латерального переноса субстратов или метаболитов, обусловленного потоком жидкости, в отличие от диффузии.
Полученные результаты указывают на то, что световое насыщение фотосинтеза в хлоропластах харовых водорослей при мозаичном освещении происходит при более высоких интенсивностях света, чем при однородном освещении клетки. В соответствии с этим смещается диапазон интенсивностей света, при которых генерация потенциала действия вызывает защитное повышение тепловых потерь поглощаемой световой энергии. Таким образом, перенос цитоплазмы между участками клетки, находящимися в разных световых условиях, может существенно модифицировать скорость фотосинтетического транспорта электронов и ответные реакции хлоропластов на возбуждающие стимулы. Важно отметить, что движение цитоплазмы, состав которой модифицирован освещением, продолжается и после затухания модифицирующего светового луча. Следовательно, последействие лучей, освещающих клеточные участки в стороне от области измерения, может служить дополнительным фактором регуляции фотосинтеза in vivo.
Работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований (проект № 10-04-00968-а).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Verchot-Lubicz J., Goldstein R.E. Cytoplasmic Streaming Enables the Distribution of Molecules and Vesicles in Large Plant Cells // Protoplasma. 2010. V. 240. P. 99–107.
2. Antonenko Yu.N., Bulychev A.A. Measurements of Local pH Changes near Bilayer Lipid Membrane by Means of a pH Microelectrode and a Protonophore-Dependent Membrane Potential // Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1070. P. 279–282.
3. Antonenko Yu.N., Bulychev A.A. Effect of Phloretin on the Carrier-Mediated Electrically Silent Ion Fluxes through the Bilayer Lipid Membrane: Measurements of pH Shifts near the Membrane by pH Microelectrode // Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1070. P. 474–480.
4. Goldstein R.E., Tuval I., van de Meent J.-W. Microfluidics of Cytoplasmic Streaming and Its Implications for Intracellular Transport // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 3663–3667.
5. Shimmen T., Yokota E. Cytoplasmic Streaming in Plants // Curr. Opin. Cell Biol. 2004. V. 16. P. 68–72.
6. Dodonova S.O., Bulychev A.A. Cyclosis-Related Asymmetry of Chloroplast–Plasma Membrane Interactions at the Margins of Illuminated Area in Chara corallina Cells // Protoplasma. Online: 20 November 2010. DOI: 10.1007/s00709-010-0241-6.
7. Булычев А.А., Додонова С.О. Роль циклозиса в асимметричном формировании щелочных зон на границах освещаемого участка клеток Chara // Физиология растений. 2011. Т. 58. С. 202–207.
8. Lucas W.J., Dainty J. Spatial Distribution of Functional OH– Carriers along a Characean Internodal Cell: Determined by the Effect of Cytochalasin B on H14CO3– Assimilation // J. Membr. Biol. 1977. V. 32. P. 75-92.
9. Noguchi K., Yoshida K. Interaction between Photosynthesis and Respiration in Illuminated Leaves // Mitochondrion. 2008. V. 8. P. 87–99.
10. Van Kooten O., Snel J.F.H. The Use of Chlorophyll Fluorescence Nomenclature in Plant Stress Physiology // Photosynth. Res. 1990. V. 25. P. 147–150.
11. Baker N.R. Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In Vivo // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P. 89–113.
12. Bulychev A.A., Vredenberg W.J. Spatio-Temporal Patterns of Photosystem II Activity and Plasma-Membrane Proton Flows in Chara corallina Cells Exposed to Overall and Local Illumination // Planta. 2003. V. 218. P. 143–151.
13. Krupenina N.A., Bulychev A.A. Action Potential in a Plant Cell Lowers the Light Requirement for Non-Photochemical Energy-Dependent Quenching of Chlorophyll Fluorescence // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1767. P. 781–788.
14. Булычев А.А., Камзолкина Н.А. Влияние потенциала действия на фотосинтез и пространственно распределенные потоки Н+ в клетке и хлоропластах Chara corallina // Физиология растений. 2006. Т. 53. С. 5–14.
15. Bulychev A.A., Cherkashin A.A., Rubin A.B., Vredenberg W.J., Zykov V.S., Müller S.C. Comparative Study on Photosynthetic Activity of Chloroplasts in Acid and Alkaline Zones of Chara corallina // Bioelectrochemistry. 2001. V. 53. P. 225–232.
16. Pieruschka R., Schurr U., Jensen M., Wolff W.F., Jahnke S. Lateral Diffusion of CO2 from Shaded to Illuminated Leaf Parts Affects Photosynthesis inside Homobaric Leaves // New Phytol. 2006. V. 169. P. 779–788.
17. Morison J.I.L., Gallouet E., Lawson T., Cornic G., Herbin R., Baker N.R. Lateral Diffusion of CO2 in Leaves Is Not Sufficient to Support Photosynthesis // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 254–266.

ПОДПИСИ К РИСУНКАМ

Рис. 1. Зависимости нефотохимического тушения (NPQ) в хлоропластах участка интернодальной клетки Chara corallina от интенсивности света при общем (1) и местном (2) освещении в физиологических условиях (а), при подавлении движения цитоплазмы после 2-часовой инкубации клетки в присутствии 30 мкМ цитохалазина B (б), а также после удаления ингибитора и восстановления движения цитоплазмы (в).
Клетки освещали синим светом (λ < 580 нм); флуоресценцию нижнего слоя хлоропластов измеряли на круговом участке диаметром 100 мкм, положение которого оставалось неизменным при освещении всего междоузлия и сегмента клетки шириной 2 мм, центрированного по зоне измерения. Скорость движения цитоплазмы в контрольных условиях составляла 72 мкм/с.

Рис. 2. Индукционные изменения NPQ в хлоропластах участка интернодальной клетки C. corallina, вызываемые общим (1) и местным (2) освещением с интенсивностью 100 мкмоль/(м2 с) в физиологических условиях (а), при подавлении движения цитоплазмы цитохалазином B (б), а также после восстановления движения цитоплазмы при отмывании ингибитора (в).
Стрелками отмечены моменты включения света.

Рис. 3. Индукционные изменения NPQ в хлоропластах C. corallina, вызываемые интенсивным локальным освещением (белый свет, диаметр луча 2 мм, интенсивность 1500 мкмоль/(м2 с)) на расстоянии 3 мм от зоны измерения при различных интенсивностях фонового освещения всей клетки.
Цифры возле кривых обозначают плотности потока квантов (мкмоль/(м2 с)) для фонового освещения (синий свет, λ < 580 нм). Стрелкой отмечены моменты включения интенсивного локального освещения.

Рис. 4. Изменения NPQ в хлоропластах C. corallina, вызываемые генерацией потенциала действия в условиях общего (кривые 1, сплошные символы) и локального (кривые 2, открытые символы) освещения клетки при разных плотностях потока квантов.
а  28 мкмоль/(м2 с); б  63 мкмоль/(м2 с). Стрелками отмечены моменты генерации потенциала действия.