УДК 581.1
СИГНАЛЬНАЯ РОЛЬ АКТИВНЫХ ФОРМ КИСЛОРОДА ПРИ СТРЕССЕ У РАСТЕНИЙ
© 2012 г. В. Д. Креславский*, Д. А. Лось**, С. И. Аллахвердиев*,**,
Вл. В. Кузнецов**
*Учреждение Российской академии наук Институт фундаментальных проблем биологии РАН, Пущино, Московская обл.
**Учреждение Российской академии наук Институт физиологии растений
им. К.А. Тимирязева РАН, Москва
Поступила в редакцию 23.07.2011 г.
В обзоре рассмотрена роль H2O2, 1O2, O2.- и продуктов перекисного окисления липидов в качестве сигнальных молекул в процессах трансдукции стрессорного сигнала в растениях. Проанализированы данные о возможном участии активных форм кислорода (АФК) в передаче стрессорного сигнала из хлоропластов в ядерный геном, об участии Н2О2 в передаче стрессорных сигналов у цианобактерий, а также о путях взаимодействия АФК с другими системами клеточной сигнализации. Предполагается, что редокс-регуляторы растительной клетки, протеинкиназы/протеинфосфатазы и факторы транскрипции играют главную роль в функционировании АФК-зависимых сигнальных систем.

---------------------------
Сокращения: ИФ3 – инозит-1,4,5-трифосфат; МАПК – митоген-активируемая протеинкиназа; ОС  окислительный стресс; ПНЖК – полиненасыщенные жирные кислоты; РЦ – реакционный центр; СОД  супероксиддисмутаза; PQ – пластохиноновый пул.
Адрес для корреспонденции: Креславский Владимир Данилович. 142290 Пущино, Институтская ул., 2. Институт фундаментальных проблем биологии РАН. Электронная почта: vkreslav@rambler.ru
Ключевые слова: растения  активные формы кислорода  стресс  сигнальные системы  хлоропласт

ВВЕДЕНИЕ
Растениям и цианобактериям для нормальной жизнедеятельности необходимы свет и кислород. В процессе метаболизма в растениях образуются активные формы кислорода (АФК), а также азота и серы [1], при этом неблагопроиятные (стрессовые) условия вызывают смещение баланса оксидантов/антиоксидантов в сторону оксидантов, что и является причиной внутреннего окислительного стресса (ОС). Размер пула активных форм кислорода зависит от относительных скоростей образования и деструкции АФК и от времени жизни их основных форм. Активность антиоксидантных ферментов  супероксиддисмутазы (СОД), каталазы, пероксидазы и ряда других, а также содержание низкомолекулярных антиоксидантов, таких, например, как аскорбиновая кислота, глутатион, токоферолы, каротиноиды, антоцианы,  играет ключевую роль в регуляции уровня АФК и продуктов перекисного окисления липидов (ПОЛ) в клетке [2].
Растения произрастают в постоянно меняющихся условиях внешней среды и подвергаются действию различных стрессоров. В процессе эволюции растения сформировали различные механизмы адаптации, в том числе, различные регуляторные пути преодоления ОС, вызванного действием неблагоприятных факторов окружающей среды.
К таким защитным механизмам относятся снижение скорости генерации АФК, повышение скорости нейтрализации АФК и ускорение процессов восстановления поврежденных клеточных структур, усиление тепловой диссипации поглощенной растением энергии и некоторые другие. Необходимо также отметить, что помимо АФК в развитии окислительных процессов в клетке существенную роль играют активные формы азота и серы.
Исследования действия и роли АФК в растениях имеют длинную историю. Одним из ключевых моментов этих исследований было обнаружение образования супероксид-аниона и перекиси водорода в процессе псевдоциклического транспорта электрона (в реакции Мелера), приводящего не к восстановлению НАДФ+, а к поглощению О2 [3]. Еще одним важным моментом явилось выявление участия АФК в гормональной регуляции экспрессии генов защиты от стресса, вызванного патогенной инфекцией [4]. Кроме того, было показано, что активация редокс-систем плазмалеммы и усиленное образование в апопласте АФК является одной из универсальных реакций растительных клеток на стресс [5, 6]. В последнее время АФК все больше рассматриваются в качестве важнейших сигнальных молекул, вовлеченных в передачу внутриклеточных сигналов, регулирующих экспрессию генов и активность стресс-протекторных систем [2, 711].
Эти функции АФК выполняют не только сами по себе. Имеется также немало продуктов метаболизма, образование которых инициируется активным кислородом. Особое место среди эффектов АФК занимает инициация ПОЛ. Сигнальная функция АФК и продуктов ПОЛ реализуется через регуляцию кальциевого статуса клеток, путем прямого или опосредствованного влияния на поступление ионов Са2+ как вторичного мессенджера в цитозоль [9, 12], гормональную сигнализацию [1, 12], МАП-киназную активность [13], а также сигнализацию с участием редокс-сигнальных систем [14, 15] и факторов транскрипции [15]. АФК регулируют процессы полярного роста, активность устьиц, светоиндуцированное движение хлоропластов и ответы растений на действие биотических и абиотических факторов среды [1, 1619].
Считается, что реализация сигнальной функции АФК может осуществляться через изменение потенциала редокс-чувствительных клеточных систем, через регуляцию процессов фосфорилирования/дефосфорилирования сигнальных белков (факторы транскрипции и др.), через регуляцию уровня вторичных мессенджеров, таких как Са2+, салициловая кислота, NO [1, 2, 10, 13, 15], и, наконец, через изменение антиоксидантной активности в клетке.
В то же время, в представлениях о сигнальной роли АФК до сих пор существуют серьезные пробелы. Сенсор(ы) Н2О2, а также пути передачи информации об изменении уровня АФК из ядра в хлоропласт и обратно, остаются неизвестными. Отсутствует информация о конкретных генах, участвующих в преобразовании сигнала о повышении внутриклеточного уровня АФК в биохимический ответ клетки. Остается также неизвестным, какие именно АФК играют сигнальную роль в хлоропласте и других компартментах клетки и как реагируют различные сигнальные пути на повышение уровня различных типов АФК? Знание механизмов регуляции этих сигнальных путей может помочь разработке способов защиты клеток от негативного воздействия избыточных количеств АФК.

ГЕНЕРАЦИЯ И НЕЙТРАЛИЗАЦИЯ АФК
В оптимальных условиях АФК продуцируются на низком уровне, главным образом, в хлоропластах, митохондриях и пероксисомах. В условиях стресса их образование может резко увеличиться и ингибировать защитные системы организма [7]. Быстрая транзиторная генерация АФК называется “окислительным взрывом”; в этом случае их максимальное содержание достигается в течение короткого периода времени, продолжительностью от нескольких минут до нескольких часов.
Причины окислительного всплеска АФК в клетке могут быть разными. Одним из основных источников генерации АФК является процесс фотосинтеза. Неблагоприятные условия внешней среды ингибируют функционирование цикла Кальвина, что приводит к снижению скорости линейного фотосинтетического транспорта электронов и к перевосстановленности компонентов электрон-транспортной цепи (ЭТЦ) фотосинтеза и стромальных акцепторов электронов [3, 10, 20]. Следствием этого является развитие ОС в растении, который сопровождается образованием таких АФК, как супероксид радикал (О2.-) и гидроксил-радикал (OH.), а также синглетный кислород (1О2) и перекись водорода (H2O2). Избыточное образование АФК приводит к снижению скорости транспорта электронов в ЭТЦ фотосинтеза, в результате чего активируется альтернативный псевдоциклический транспорт электронов и фотодыхание. В этих условиях сначала образуются О2.- и 1О2, после чего происходит образование Н2О2 либо путем реакции диспропорционирования супероксида с помощью СОД, либо неэнзиматическим путем в процессе диффузии супероксида с небольшим выходом реакции [20, 21]. Н2О2 восстанавливается до воды с участием аскорбатпероксидазы и аскорбата. Последний окисляется и затем регенерируется восстановленным глутатионом за счет НАДФ·Н.
Большинство АФК чрезвычайно активны. Наиболее активная форма кислорода  это короткоживущий чрезвычайно реакционноспособный гидроксильный радикал ОН.. Сам ОН., вряд ли, выполняет сигнальные функции, поскольку время его жизни составляет всего 10-9 с, а радиус диффузии не превышает 100 Å [22]. Наиболее долгоживущей формой АФК является Н2О2, которая также весьма реакционноспособна. Даже при концентрации в фотосинтезирующей ткани 10 мкМ перекись водорода может ингибировать фиксацию СО2 на 50%, в основном за счет окисления SH-групп ферментов цикла Кальвина [20].
При физиологических условиях концентрация H2O2 обычно составляет менее 1 μM. Фотоиндуцированная генерация АФК в основном зависит от условий внешней среды и от физиологического состояния фотосинтетического аппарата [3, 20]. Даже при высокой интенсивности света, когда поток электронов через водноводный цикл (восстановление кислорода до воды в ФС I за счет электронов, сгенерированных в ФС II за счет фоторазложения воды) растет, добавочного накопления заметных количеств 1O2 и H2O2 практически не наблюдается, при условии, что в клетках имеются достаточные количества НАДФ+. При высокой интенсивности света в условиях насыщения процесса ассимиляции СО2 скорость потока электронов возрастает, что ведет к его перераспределению. Скорость потока электронов на НАДФ+ снижается, а скорость переноса электронов на молекулярный кислород (псевдоциклический транспорт электронов) возрастает [3]. Это приводит к генерации супероксидного радикала (О2.-) в ФС I, который, главным образом, образуется на ее акцепторной стороне. О2.- на низком уровне образуется также в пределах пластохинонового пула [23, 24]. Затем с помощью мембраносвязанной Cu/Zn-СОД два радикала (О2.-) быстро трансформируются в Н2О2 в реакции дисмутации (рис. 1) [3]. Нейтрализация Н2О2 в хлоропластах происходит с помощью мембраносвязанной тилакоидной аскорбатпероксидазы, которая катализирует восстановление Н2О2 до воды. В реакцию вовлечены также редуктаза монодегидроаскорбиновой кислоты, глутатионредуктаза, редуктаза дегидроаскорбиновой кислоты и ферредоксин-НАДФ+-редуктаза. Восстановление исходной молекулы кислорода, находящейся в основном триплетном состоянии, до О2.- на акцепторной стороне ФС I является первой ступенью серии реакций, называемых “водноводным циклом” [3]. Детали этих процессов подробно изложены в обзоре Foyer и Shigeoka [20].
Образование H2O2 может также происходить и на донорной стороне ФС II в процессе фотоокисления воды, однако при физиологических условиях этот процесс маловероятен. Более вероятно образование Н2О2 при поглощении О2 восстановленным пулом пластохинона на акцепторной стороне ФС II в условиях насыщения этого пула [23]. Кроме того, фотодыхание также может потреблять восстановительные эквиваленты, образуемые в первичных процессах фотосинтеза, и за счет этого косвенно участвовать в образовании Н2О2 [3].
В процессе фотосинтеза также генерируется синглетный кислород. Это происходит в результате образования триплетного состояния хлорофилла Р680 в реакционных центрах (РЦ) ФС II и/или в ССК, когда ЭТЦ перевосстановлена в результате поглощения света высокой интенсивности или действия других стрессоров [25]. При этом повреждаются РЦ ФС II и развивается ПОЛ.
H2O2 может участвовать в регуляции образования 1O2. Избыток H2O2 вызывает окисление первичного стабильного акцептора электронов ФС II хинона QA, что приводит к увеличению скорости транспорта электронов и уменьшению перевосстановленности ЭТЦ. В результате происходит снижение образования синглетного кислорода. Это означает, что водноводный цикл может функционировать как система релаксации, позволяющая понизить генерацию 1O2 [11].
Таким образом, в процессе развития ОС в хлоропластах генерируются АФК, такие как 1O2, O2·– и H2O2 (рис. 1), которые индуцируют сигналы, влияющие на экспрессию ядерных генов, что, в зависимости от соотношения оксидантов и антиоксидантов, может приводить (1) к формированию стресс-защитных систем или (2) к интенсивному повреждению и апоптозу клеток [20].
Митохондрии также являются источником АФК, хотя в нормальных условиях они генерируют меньшие количества АФК по сравнению с хлоропластами и пероксисомами [10].
В условиях ограничения фиксации СО2, когда создаются условия для перевосстановленности ЭТЦ, необходима активация процесса фотодыхания, который позволяет регенерировать НАДФ+. Часть реакций фотодыхания происходит в пероксисомах, которые являются одними из ключевых источников АФК и NO. Окисление гликолевой кислоты, образуемой в хлоропластах, гликолатоксидазой в пероксисомах ответственно за образование большей части Н2О2 в процессе дыхания. Дополнительным источником генерации Н2О2 в пероксисомах является -окисление жирных кислот [10].
Потенциальными источниками АФК могут также служить НАДФ·Н-оксидазы, пероксидазы клеточной стенки, аминооксидазы, флавин-содержащие оксидазы и некоторые другие ферментные системы [1, 6, 19]. В частности, источником АФК в апопласте являются связанные с клеточной стенкой оксидазы, пероксидазы, полиаминоксидазы [6, 26].
Повышенное образование АФК при стрессе может быть также результатом ингибирования активности различных антиоксидантных ферментов, например, каталазы или пероксидазы. Это возможно как в результате прямой инактивации ферментов при действии стрессора (высокой температуры или света высокой интенсивности), так и при связывании с различными внутриклеточными интермедиатами (салициловая кислота) [1].
Другой пример генерации АФК и других сигнальных компонентов – это действие облучения гелий-неонового лазера на митохондрии животных клеток. Поглощение кванта света в максимумах полос поглощения фоторецептора терминальной цитохром-с-оксидазы приводит к изменению редокс-состояния оксидазы и ускоряет транспорт электрона в дыхательной цепи. Усиление дыхания сопровождается стимуляцией образования АФК. Митохондриальная генерация АФК была зафиксирована при исследовании механизмов действия низкоинтенсивного света, излучаемого лазером в оранжево-красной и ИК-области [27]. Функциональные изменения могут приводить к изменению структуры митохондрий. Соответствующие сигналы передаются через сеть эндоплазматического ретикулума в другие органеллы. Так, эти изменения стимулируют увеличение в клетке свободного кальция (Cа2+цит) и цАМФ, которое, в свою очередь, может активировать редокс-чувствительные факторы транскрипции [27]. Благодаря их активации индуцируются процессы репликации и транскрипции и, таким образом, увеличивается скорость пролиферации культивируемых клеток [28]. Эти результаты свидетельствуют о сходстве путей восприятия и передачи ОС и светового сигнала [29].
АФК проявляют высокую активность и легко повреждают мембраны и различные клеточные компоненты, результатом чего является мобилизация различных защитных систем, позволяющих снизить уровень образования АФК и усилить их нейтрализацию. Для этого в клетке индуцируется de novo синтез антиоксидантных ферментов (СОД, каталазы, аскорбатпероксидазы, глутатионредуктазы) и/или имеет место активация их предсуществующих форм, а также происходит накопление низкомолекулярных антиоксидантов (аскорбата, глутатиона, токоферолов, флавоноидов) [6, 10, 30].
Компоненты антиоксидантной системы многочисленны и разнообразны. В настоящее время предложено несколько принципов классификации систем антиоксидантной защиты [31]. Один из принципов предполагает существование трех групп антиоксидантов. Первая группа антиоксидантов препятствует образованию АФК, прежде всего, путем хелатирования металлов с переменной валентностью. Вторая группа участвует в обезвреживании радикалов с помощью антиоксидантов ферментативной и метаболитной природы. И, наконец, третья группа антиоксидантов участвует в исправлении повреждений, т.е. в репарации.
Антиоксидантные ферменты  аскорбатпероксидаза, каталаза и СОД, а также низкомолекулярные соединения, такие как каротиноиды и антоцианы, аскорбиновая кислота и глутатион, играют ключевую роль в клеточной регуляции содержания различных радикалов и пероксидов как в хлоропластах, так и в других органеллах [2]. В частности, аскорбатпероксидаза нейтрализует H2O2, которая недоступна для каталазы, присутствующей, главным образом, в пероксисомах. Обнаружены два типа аскорбатпероксидаз  цитозольные (APX1 и APX2) и тилакоидная [18, 20]. Хлоропластные аскорбатпероксидазы являются первыми кандидатами на инактивацию, если в хлоропластах нарушено накопление аскорбиновой кислоты. Истощение пула аскорбиновой кислоты в хлоропластах и инактивация хлоропластных пероксидаз являются одними из основных ограничений эффективности фотосинтеза в условиях стресса [32].
Определенным свидетельством участия АФК в активации антиоксидантных систем могут быть результаты экспериментов с действием на растения экзогенных АФК или их продуцентов. Так, в листьях взрослых растений пшеницы при обработке Н2О2 происходило повышение активности каталазы [33]. В то же время, в ряде работ показана не активация, а снижение активности антиоксидантных ферментов или отсутствие изменения их активности при действии Н2О2 [1].
Аскорбиновая кислота и восстановленный глутатион наиболее распространены и наилучшим образом охарактеризованы как водорастворимые антиоксиданты, которые могут накапливаться в хлоропластах в миллимолярных концентрациях [20]. При низких концентрациях аскорбата (< 20 мкM) активность хлоропластных аскорбатпероксидаз в присутствии Н2О2 быстро падает (время полуинактивации фермента < 30 с). Наоборот, цитозольные и пероксисомные аскорбатпероксидазы теряют активность со временем полуинактивации более 1 ч, т.е. значительно медленнее.
Среди важных низкомолекулярных антиоксидантов, снижающих уровень АФК, следует, в первую очередь, отметить токоферолы, каротиноиды, множество фенольных соединений, таких как флавоноиды и антоцианы, а также пролин и глицинбетаин [28, 34]. При этом осмолиты могут работать не только как нейтрализаторы АФК в процессе развития стресса, но и как стабилизаторы структуры белков. Каротиноиды локализованы, в основном, в хлоропластах и защищают фотосинтетический аппарат от воздействия синглетного кислорода и других АФК.

АФК КАК СИГНАЛЬНЫЕ МОЛЕКУЛЫ
Сигнальная роль метаболитов, образующихся при стрессе

В ответ на действие стрессоров в клетках и тканях растений происходит накопление различных молекул и соединений, таких как сигнальные интермедиаты (ионы кальция, цАМФ, оксид азота), фитогормоны (этилен, АБК, салициловая кислота), осмолиты (аминокислоты, сахароспирты, третичные амины) и ряд других метаболитов [3537]. Некоторые из них, например, пролин и полиамины выполняют протекторные функции, защищая белки и мембранные структуры от повреждений. Этим же соединениям в какой-то мере присущи и регуляторные функции. Особое место среди так называемых стрессовых метаболитов с недавнего времени занимают и АФК, которые мы рассмотрим с точки зрения их возможных сигнальных функций.
Сейчас уже очевидно, что Н2О2 и ряд других аФК могут выступать в клетках в качестве “двойных агентов”. Они либо непосредственно инициируют интенсивный ОС, сопровождающийся повреждениями и гибелью клеток и организма, либо действуют в качестве сигнальных молекул, индуцирующих ряд молекулярных, биохимических и физиологических реакций, которые способствуют формированию адаптивных механизмов и повышению устойчивости организма [11, 13, 38, 39].
Каким же образом реализуется действие АФК? Прежде всего, АФК могут модифицировать белки, изменяя их структуру и активность, в частности, действуя на тиоловые группы и железосодержащие кластеры белков [40]. Одним из результатов такой модификации белков может быть индукция отсоединения от клеточной стенки слабосвязанных с ней форм ферментов, в частности, изоформ пероксидаз [6], а также снижение или повышение активности некоторых антиоксидантных ферментов, например, каталазы и аскорбатпероксидазы [14]. Кроме того, АФК могут менять редокс-потенциал редокс-чувствительных клеточных компонентов (глутатионовая система, аскорбиновая система, пластохиноновый пул, тиоредоксин и т.д.).
Механизм чувствительности трансляционного аппарата к действию АФК был недавно исследован у Synechocystis, где первичной мишенью АФК при инактивации трансляции является фактор элонгации G (EF-G) [41]. Оказалось, что H2O2 окисляет два остатка цистеина с формированием дисульфидного мостика между 105Cys и 242Cys, которые высоко консервативны в EF-G цианобактерий, хлоропластов высших растений и водорослей. “Замыкание” между остатками цистеина приводит к блокированию элонгации трансляции. Замещение этих консервативных остатков цистеина на остатки серина в EF-G делает этот белок нечувствительным к действию АФК [42]. По-видимому, механизм “выключения” трансляции под действием ОС с помощью посттрансляционной редокс-регуляции состояния фактора элонгации является универсальным способом защиты клеток от АФК. Активная трансляция с последующей репарацией белка Д1, а также функционирование фотосинтетической ЭТЦ может привести лишь к усилению “избыточной” стрессовой реакции клеток в присутствии АФК. Таким образом, фактор элонгации EF-G, будучи первичной мишенью действия АФК, является ключевым регулятором эффективности трансляции [43].
Действие таких стрессоров, как высокая температура, осмотический стресс или засуха на регуляцию функционирования ФС II, пока изучены не так детально. Тем не менее, выявленные механизмы регуляции ФС II в ответ на действие окислительного, солевого и низкотемпературного стрессов сходны в значительной степени. Это позволяет высказать предположение о том, что и в основе действия других типов стрессоров лежит подавление процесса репарации ФС II, который и определяет чувствительность ФС II к условиям окружающей среды [43].
Исходя из того, что окисляемые остатки цистеинов в EF-G высоко консервативны и в хлоропластах растений, можно предполагать, что АФК и там вызывают процессы, сходные с наблюдаемыми в клетках цианобактерий. В хлоропластах трансляция мРНК белка Д1 также регулируется окислительно-восстановительными компонентами, как на стадии инициации, так и на стадии элонгации [44]. В отличие от цианобактерий, белок Д1 в растениях фосфорилируется, что может регулировать процесс его собственной деградации и метаболизма в соответствии с суточным ритмом. В этой связи, важно было бы выяснить, влияет ли ОС на процесс фосфорилирования белка Д1.
Кроме этого, необходимо выяснить природу светового сенсора, необходимого для тонкой настройки регуляции в зависимости от интенсивности и спектрального состава света. Предстоят также детальные исследования, способные пролить свет на механизмы транскрипционной регуляции активности ФС II и сенсорно-передаточных систем, позволяющих осуществлять взаимосвязь между энергетическими и экспрессионными системами фотосинтезирующих клеток. Все эти вопросы актуальны как для относительно примитивных цианобактерий, так и для высших растений, у которых в генерации и нейтрализации АФК, по предварительным оценкам, участвует более 150 генов [45, 46].

АФК и регуляция редокс-потенциала клеток
Наряду с регуляторным влиянием прооксидантных соединений, а также продуктов окислительной модификации макромолекул, все большее внимание в современных исследованиях обращается на редокс-контроль жизнедеятельности клеток [6, 10, 14, 15, 47]. Модели осуществления подобного контроля весьма разнообразны и включают окисление/восстановление тиоловых групп, железо-серных центров, гемов и флавинов [10, 38]. Это согласуется с тем, что клеточный редокс-гомеостаз, в основном, контролируется присутствием больших пулов тиолового буфера – глутатиона и НАДФ·Н/НАДФ+, а также высокой концентрацией аскорбиновой кислоты [10]. Наряду с гидрофильными соединениями, в качестве липофильного редокс-буфера могут выступать токоферолы, которые защищают липиды и другие мембранные компоненты хлоропластов путем физического тушения и химического взаимодействия с 1O2 [23].
В восприятии и передаче сигнала об ОС, вызывающем транскрипционный ответ, основная роль отводится различным сенсорам белковой природы [14, 15]. Это редокс-чувствительные белки, способные обратимо окисляться и восстанавливаться и служить молекулярным “переключателем”, реагирующим на редокс-изменения в клетках. АФК способны окислять редокс-чувствительные белки как напрямую, так и опосредованно через низкомолекулярные редокс-чувствительные молекулы, такие как восстановленный глутатион или тиоредоксин, взаимодействующий с ферредоксином [10, 14].
Редокс-чувствительные ферменты способны непосредственно модулировать процессы клеточного метаболизма, в то время как редокс-чувствительные сигнальные белки функционируют при участии других компонентов сигнальных систем – МАП-киназ, фосфатаз, факторов регуляции транскрипции и других [10, 15].
Ряд исследователей считает, что при стрессе одним из ключевых источников АФК является система редокс-регуляторов апопласта [5, 6]. Вместе с тем, основным источником АФК в фотосинтетических организмах все-таки считается хлоропласт и, прежде всего, его фотосинтетическая ЭТЦ [48]. В настоящее время рассматривается несколько возможных источников хлоропластных сигналов, которые могут оказывать влияние на экспрессию генов в ядре растительной клетки [22, 47]. К ним относятся биосинтез тетрапиррольных соединений, изменение редокс-потенциала компонентов фотосинтетической ЭТЦ, первично пластохинонов, а также генерация АФК. Все эти пути могут быть связаны друг с другом, поэтому часто их рассматривают в сопряжении. При этом необходимо иметь в виду, что конкретный механизм, посредством которого сигнал(ы) о накоплении редокс-чувствительных соединений и АФК в хлоропласте передается в ядро, изучен слабо, а данные об основных сигнальных компонентах либо фрагментарны, либо вообще отсутствуют [13, 15, 4750].
Тем не менее, основываясь на имеющихся в настоящее время данных, можно попытаться представить обобщенную схему передачи сигнала из хлоропласта в ядро, связанного с функционированием фотосинтеза (рис. 2). Пластохиноновый пул является одним из ключевых редокс-сенсоров и служит фактором адаптации к свету, действуя отчасти путем регуляции экспрессии пластидных и ядерных генов, таких как LHCB. Регуляция экспрессии ядерных генов при изменении редокс-потенциала пластохинонового пула (PQ) была продемонстрирована для генов petE (пластоцианин), АPX2 (аскорбатпероксидаза 2) и ELIP2 (ранний индуцибельный белок), а также для генов, кодирующих белки ФС I  psaD и psaF [50]. Следует отметить, что экспрессия LHCB регулируется редокс-состоянием PQ только частично, так как в редокс-состояние вносят вклад также синтез АТФ и трансмембранный потенциал [51].
Предполагается, что PQ является также источником двух сигнальных путей, которые инициируются под действием слабого и сильного света и активируют экспрессию ряда пластидных и ядерных генов [15]. Возможно, что активность этих путей отчасти регулируется АФК, которые могут возникать на акцепторной стороне ФС II [23]. Вклад в регуляцию фотосинтетического транспорта электронов вносит также изменение редокс-потенциала на акцепторной стороне ФС I. Прежде всего, это относится к тиоредоксину, состояние которого зависит от скорости переноса на него электрона с ферредоксина [52]. От редокс-состояния этих двух компонентов зависит активность множества хлоропластных ферментов.
Регуляторами активности неизвестных компонентов в цитозоле могут быть сигнальные молекулы типа Ca2+, инозит-1,4,5-трифосфат (ИФ3), АБК, которые, по-видимому, действуют в сопряжении с АФК (рис. 2). Основными источниками редокс-изменений могут быть АФК, PQ, тиоредоксин и глутатион.
Учитывая короткое время жизни большинства АФК, логично предположить, что они инициируют сигнальные механизмы, предполагающие активацию вторичных мессенджеров и сигнальных белков, обладающих более продолжительным временем жизни (рис. 3). В частности, предполагается, что в передаче в ядро сигнала о появлении синглетного кислорода в хлоропластах участвуют белки типа EX1 и EX2 [53]. Этот путь активен при индукции сигналов, зависимых от этилена, салициловой и/или жасмоновой кислот [54].
Однако, как отмечалось выше, не исключено, что некоторые АФК и сами могут выступать в роли вторичных мессенджеров. Примером такого способа передачи сигнала является путь с участием относительно долгоживущей молекулы Н2О2, которая может проходить через двойную мембрану, окружающую хлоропласт, возможно, используя водные каналы [55].
В подобных исследованиях большую роль играет изучение изменения экспрессии так называемых репортерных генов, кодирующих ключевые белки, участвующие в развитии ответных реакций клетки на изменения редокс-состояния. В частности, исследование редокс-сигнализации между хлоропластами и ядром было сфокусировано на индукции генов цитозольных аскорбатпероксидаз АPX1 и АPX2, генов, кодирующих факторы транскрипции с цинковыми пальцами ZAT10 и ZAT12, а также гена ELIP2, кодирующего хлорофилл-связывающий белок [22]. Оба гена, ZAT10 и ZAT12, способствуют индукции генных кластеров, связанных с активацией фотосинтетической ЭТЦ на сильном свету, включая АPX1 и АPX2 [56]. Экзогенная перекись водорода стимулировала экспрессию генов APX2, ZAT10 и ZAT12 [50, 56, 57]. Можно предположить, что АФК, прямо или косвенно влияя на редокс-потенциал хлоропласта, регулируют экспрессию генов, указанных на рис. 2.
Изменение редокс-потенциала приводит к запуску механизма трансдукции, посредством которого сигнал передается из хлоропласта в цитозоль и затем в ядро. По данным кинетических экспериментов, редокс-сигнал, возникающий при изменении качества (спектрального состава) света, передается из хлоропласта в ядро примерно за 30 мин, что соответствует времени передачи сигналов внутри самих пластид [15]. В частности, эксперименты с воздействием света высокой интенсивности на растения арабидопсиса показали, что ядерные гены APX1 и APX2, кодирующие цитозольные пероксидазы, активируются в течение 1520 мин. Также обнаружено, что активация этих генов является частью системного ответа на избыток световой энергии [57]. В экспериментах с выделенными хлоропластами было показано, что индукция экспрессии хлоропластных генов наблюдается через 1530 мин в ответ на изменение редокс-потенциала органелл, вызванного изменением спектрального состава света [15].
На основе данных первых экспериментов можно предположить, что те же самые редокс-сигналы, индуцированные изменением качества света, передаются в ядро в течение 30 мин, что соответствует временным рамкам событий в пластидах [15]. Также можно предположить, что отдельные компоненты каскада передачи сигналов об изменении концентрации АФК в ответ на стресс имеются в клетках и в оптимальных условиях обитания, а не синтезируются de novo в ответ на воздействие стрессоров. Этим можно объяснить тот факт, что время передачи сигнала о появлении АФК соответствует времени передачи других внутриклеточных стимулов [15].

Сигнальная функция перекиси водорода
1О2 образуется путем рекомбинации зарядов в реакционном центре ФС II [25], тогда как Н2О2 продуцируется в основном ФС I при образовании О2.- [3].
Н2О2, являясь незаряженной и относительно долгоживущей молекулой, может преодолевать значительные расстояния и проникать через мембраны [55], являясь при этом менее токсичной по сравнению с другими АФК [38]. В этой связи, Н2О2 является наиболее подходящим кандидатом на роль как внутри-, так и межорганного мессенджера [16, 30, 58]. Обработка растений Н2О2 индуцирует экспрессию хлоропластных и ядерных генов (рис. 3), связанных с защитными реакциями растений на стрессовые воздействия [21, 59]. В частности, обнаружена способность Н2О2 активировать работу генов, кодирующих многие антиоксидантные и сигнальные белки – аскорбатпероксидазу, глутатионпероксидазу, каталазу, МАП-киназы и фосфатазы [38, 60].
В литературе приводятся сведения о регуляторной роли Н2О2 – как в функционировании фотосинтетического аппарата [61], так и в формировании его стресс-защитных систем [35]. Предполагается, что H2O2 хлоропластного происхождения может служить редокс-сигналом, который запускает экспрессию гена цитоплазматической аскорбатпероксидазы [57]. Роль редокс-сигнала может играть и H2O2, которая образуется на цитоплазматической мембране или в апопласте, возможно, действуя совместно с АБК [59, 62]. Появление Н2О2 в цитоплазме может служить сигналом и для хлоропласта: молекулы H2O2, образующиеся в хлоропласте, могут диффундировать наружу из органеллы, индуцируя сигнальные процессы в цитоплазме [58], включая активацию МАП-каскада [15], который приводит к активации генов в ядре клетки, в частности, гена цитоплазматической АPX [2, 38, 62] (рис. 3).
H2O2 участвует также в индукции экспрессии ряда генов, активируемых светом. Так, экзогенная H2O2 стимулирует экспрессию генов аскорбатпероксидазы APX2 и факторов транскрипции ZAT10 и ZAT12, в то время как добавление каталазы приводит к снижению экспрессии APX2 и ZAT10 [56, 57].
Взаимодействие сигнальных путей H2O2 и 1O2 возможно через модуляцию редокс-состояния пластохинонового пула [63]. H2O2 индуцирует окисление первичного акцептора электронов QА [64], что усиливает транспорт электронов и снижает вероятность образования синглетного кислорода на свету высокой интенсивности ([63] и рис. 3).
Вопрос о сенсорах Н2О2 в клетках растений остается открытым. Эксперименты на цианобактерии Synechocystis (окислительный стресс создавали добавлением к клеткам на 20 мин 0.25 мМ H2O2) показали, что у цианобактерий сенсорами H2O2 могут служить гистидинкиназы. Мутации по генам гистидинкиназ Hik34, Hik16, Hik41 и Hik33 предотвращают индукцию экспрессии генов, стимулируемых перекисью водорода [65]. Перечисленные гистидинкиназы регулируют 26 генов из 77, индуцируемых перекисью водорода. Гистидинкиназа Hik34, охарактеризованная ранее как регулятор генной экспресси при тепловом [66], солевом и гиперосмотическом стрессах [67], регулирует экспрессию гена htpG также и при окислительном стрессе. Кроме того, как и при тепловом стрессе, Hik34 саморегулируется в присутствии H2O2. Пара гистидинкиназ Hik16-Hik41 регулирует гены неизвестной функции sll0967 и sll0939; эти гистидинкиназы контролируют те же два гена в условиях солевого и гиперосмотического стресса. Hik33 контролирует 22 гена, среди которых  ndhD2 НАД·Н-дегидрогеназы, три гена hli (от high-light-inducible), pgr5, кодирующий ферредоксин-пластохинонредуктазу, гены nblA1 и nblA2, участвующие в деградации фикобилисом и др. Необходимо отметить, что ОС индуцирует и гены БТШ  hspA, dnaJ, dnaK2, clpB1, ctpA, sigB. Правда, в данном случае активируются они не с помощью гистидинкиназ, а через какой-то другой механизм, несмотря на то, что репрессор генов БТШ, Hik34, является одним из регуляторов генов ОС.
Кроме обнаруженных гистидинкиназ, в регуляции ответа на ОС у Synechocystis принимает участие фактор транскрипции PerR. У эубактерий экспрессией генов в условиях ОС, вызванного добавлением H2O2, управляют два глобальных транскрипционных регулятора  OxyR и PerR [68]. Оба эти регулятора имеют активные тиоловые группы и могут непосредственно воспринимать изменение редокс-состояния в цитоплазме (см. ниже). У Synechocystis OxyR отсутствует, а PerR принимает участие в регуляции всего шести генов, четыре из которых кодируют белки неизвестной функции. Кроме того, PerR Synechocystis, возможно, взаимодействует с двухкомпонентными системами регуляции. По крайней мере, ясно, что и PerR, и Hik33 способны контролировать индукцию экспрессии генов nbl в условиях ОС.

Сигнальная функция синглетного кислорода
В условиях аэробного окисления способность растений противостоять окислительному повреждению важна для физиологической адаптации растений и их фотосинтетического аппарата к изменяющимся внешним условиям (acclimation). Одним из ключевых факторов, вызывающих фотоокислительное повреждение, является синглетный кислород. Последний продуцируется, в основном, в ФС II при высокой интенсивности света, когда поступление световой энергии превышает возможность ее использования при фотосинтезе, за счет переноса с возбужденной молекулы хлорофилла в триплетном состоянии на основное триплетное состояние молекулярного кислорода [25]. 1О2 обладает коротким временем жизни и является достаточно реакционноспособной молекулой, вызывающей повреждение белков ФС II и усиление ПОЛ [69]. Во многих случаях повреждающее действие индуцируется не только 1О2, но и продуктами окисления полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), которые могут также служить вторичными мессенджерами в 1О2-сигнализации [11, 69].
Синглетный кислород отличается коротким временем жизни, поэтому требует вовлечения других сигнальных компонентов, к которым, в частности, относятся белки Executer 1 and 2 (EX1, EX2) (рис. 3). Индуцированные 1О2 липидные пероксиды и их производные также могут служить в качестве сигнальных молекул, которые выходят из хлоропластов [11]. На основе данных, полученных на клетках Chlamydomonas reindhardtii, предполагается, что молекулы 1О2 могут выходить из хлоропластов прямо в цитозоль и даже достигать ядра, индуцируя в нем экспрессию гена глутатионпероксидазы GPXH [70]. Однако доля “мобильного” 1О2, по всей видимости, очень мала. Действительно, такой эффект проявлялся только при высоких интенсивностях света и обнаружен пока лишь в клетках этой микроводоросли [70]. Также нельзя исключить, что в цитозоль попадают продукты окисления ПНЖК, образующихся при генерации 1О2 в липидной фракции тилакоидных мембран [11]. При этом окисление липоксипероксидов может привести к генерации в цитозоле синглетного кислорода.
Существует тесное взаимодействие сигнального 1О2-пути, ведущего к апоптозу клеток, с сигнальными путями гормонов и других АФК. Выше приводился пример регуляторного взаимодействия, позволяющего снизить повреждение и гибель клеток, вызванного 1О2 за счет его преобразования в H2O2. Это возможно за счет способности клеток тушить синглетный кислород, увеличивая количество липид-растворимых антиоксидантов, а также из-за увеличения скорости восстановления фотоповрежденного белка Д1 в РЦ ФС II. Этот путь противодействует апоптозу клеток по EXE1- и EXE2-путям [63]. При генерации 1O2 также активируются пути сигнализации, которые контролируются салициловой и жасмоновой кислотами, что приводит к изменению экспрессии множества генов, связанных со стресс-защитными системами.
По-видимому, разные формы АФК (1О2, О2., Н2О2, или ОН), наряду с индукцией транскрипции генов общего стрессорного ответа, активируют также экспрессию генов специализированных механизмов адаптации [2]. Исследования в условиях, когда в растениях генерируется 1О2, показали наличие специфических ответных реакций на транскрипционном уровне. Однако информация о факторах транскрипции и функциях генов, которые защищают клетки от 1O2, все еще недостаточна.

Сигнальная функция супероксид анион-радикала
О2. обладает коротким временем жизни, не превышающим несколько миллисекунд, и небольшим радиусом диффузии при нейтральных значениях рН [22], поэтому отличить О2.-сигнализацию от О2./Н2О2-сигнализации весьма затруднительно. Тем не менее, знания об этом типе сигнализации постоянно углубляются, чему особенно способствовало использование трансгенных растений в комбинации с различными веществами, способствующими генерации О2., в частности, с метилвиологеном. Определенные доказательства сигнальной функции О2.-радикала в хлоропластах следуют из анализа генной экспрессии с помощью ДНК-микрочипов [71], а также из данных о накоплении О2. в растениях, дефицитных по хлоропластной CuZn-СОД, экспрессия которой обычно индуцируется при образовании О2. в хлоропластах [72].
Поскольку многие из исследованных с помощью ДНК-микрочипов генов индуцируются только при появлении О2.-радикала, но не других форм АФК, можно сделать вывод о специфической чувствительности хлоропластных систем генной экспрессии к накоплению О2. в тилакоидах.
О2. быстро реагирует с NO, продуцируя пероксинитрит. Последний, вероятно, образуется в хлоропластах, где он также может выполнять сигнальные функции [20].
О2.-радикал имеет отрицательный заряд в животных клетках в обычных условиях (его рК = 4.8, а рК крови = 7.4). Однако при низком значении рН, возможном в тканях растений, этот радикал протонируется и в форме гидропероксила (НО2) может проходить через мембраны [73]. В таком случае радикалы, образованные в клеточной стенке за счет активации растительной НАДФ·Н-оксидазы, могут оказаться в цитоплазме и нейтрализоваться цитоплазматической СОД.

Участие кальциевых каналов, протеинкиназ/фосфатаз и факторов транскрипции в путях сигнализации Н2О2
Стационарный внутриклеточный уровень АФК, продолжительность, локализация и интенсивность сигнала АФК регулируются в клетках с участием экспрессии генома. В то же самое время, АФК, в частности Н2О2, играют важную роль в сигнальных путях клетки и могут быть сами вовлечены в регуляцию экспрессии генов [2, 63]. В работах с использованием ДНК-микрочипов [74] обнаружено, что повышение концентрации АФК затрагивает экспрессию довольно большого числа генов, иногда до трети всего генома. Эксперименты на C. reinhardtii показали, что Н2О2 и синглетный кислород действуют на свои специфические мишени, и каждая из этих АФК приводит к активации своих специфичных промоторов [48].
Считается, что Н2О2 и некоторые другие АФК могут модулировать активность сигнальных компонентов, таких как МАП-киназы и фосфатазы, факторы транскрипции и кальциевые каналы [13, 15, 45, 75-78]. В сигнальных путях, инициированных АФК, могут участвовать гетеротримерные G-белки [79].
Предполагается, что АФК могут влиять на активность Са2+-каналов [1, 9], которые обычно вовлечены в пути трансдукции стрессовых, гормональных и световых сигналов [28]. Обнаружено включение МАР-киназных каскадов при действии ОС [75]. Возможно, что в процессе трансдукции происходит фосфорилирование и дефосфорилирование сигнальных белков, например, факторов транкрипции [78]. Последние, в свою очередь, могут регулировать транскрипцию генов стресс-защитных систем [37].
Одним из способов передачи сигнала о появлении АФК может быть активация таких факторов транскрипции, как OxyR у эубактерий [68]. Благодаря наличию тиоловых групп и железо-серных кластеров, OxyR могут менять свою структуру и переходить из неактивной формы в активную (рис. 4). При этом возможно и изменение субклеточной локализации этих факторов.
У цианобактерии Synechocystis система OxyR-регуляции отсутствует. Гомологичный ген отсутствует и у высших растений, однако эксперименты по комплементации мутации по гену oxyR у E. coli с помощью экспрессионной библиотеки генов из A. thaliana выявили ген аннексина, AnnAt1, способный функционально восстанавливать дефект по oxyR у бактерии [80].
У дрожжей также имеется функциональный гомолог фактора транскрипции OxyR  Yap1, способный регулировать транскрипцию ряда генов при изменении редокс-потенциала клеток [81]. Белок Yap1 в неактивной форме локализован в цитоплазме. Н2О2 приводит к возникновению дисульфидных связей между соседними цистеиновыми остатками в этом белке. Последующее изменение конформации способствует транспорту Yap1 в ядро, что, в свою очередь, приводит к индукции генов антиоксидантной защиты, находящихся под контролем этого фактора транскрипции. Мутанты, лишенные Yap1, неспособны индуцировать гены антиоксидантной защиты при добавлении Н2О2 [81].
Вероятно, что и в растительных клетках также работает подобная схема (рис. 5). Согласно этой схеме, первичными сенсорами передачи сигнала Н2О2 могут быть редокс-чувствительные сенсорные белки. Сигнал может передаваться к МАП-киназному каскаду и/или к факторам транскрипции, либо от этих сенсорных белков, либо напрямую от Н2О2 [15, 37, 50, 82] через окисление цистеиновых остатков. Возможно также, что молекулы Н2О2 действуют через редокс-системы и факторы трансляции, активируя систему трансляции и вызывая индукцию синтеза белков, необходимых для восстановления повреждений, связанных с повышением концентрации АФК. Так или иначе, обратимое окисление остатков цистеина регуляторных белков, участвующих в экспрессии генов на разных стадиях, с последующим изменением их конформации и активности, является простым и элегантным механизмом настройки работы систем транскрипции и трансляции при ОС.

Взаимодействие АФК с другими сигнальными системами клетки
В последнее время появляется все больше данных о тесной связи АФК с различными сигнальными системами растительной клетки, в числе которых гормональные и Са2+-зависимые пути сигнализации [1]. Так, в частности, Н2О2 стимулирует быстрое увеличение внутриклеточной концентрации Са2+ [83]. Развитие ОС также регулирует активность ряда изоформ кальмодулина, и, наоборот, активация продукции АФК в митохондриях вызывается увеличением концентрации ионов Са2+ [83]. По этой причине окислительные и кальциевые сигнальные пути могут быть тесно связаны друг с другом [84].
При развитии индуцированной супероксидом или озоном программируемой клеточной гибели вовлекаются этилен- и жасмонат-зависимые метаболические пути. Это согласуется с гипотезой о наличии общих интермедиатов в реализации воздействия АФК и фитогормонов [85]. Кроме того, Н2О2 индуцирует фосфоинозитидный цикл, что приводит к включению сигнальных путей, связанных с вторичными мессенджерами – ИФ3 и диацилглицерином [86].
В настоящее время активно развивается представление о том, что АФК и продукты ПОЛ могут выполнять функцию мессенджеров в трансдукции гормональных сигналов. Имеются данные, показывающие, что ауксин способен воздействовать на экспрессию генов, используя АФК как вторичные мессенджеры, которые одновременно регулируют активность и экспрессию глутатионтрансферазы, выполняющей антиоксидантную функцию [87]. Существуют данные о способности фосфолипазы Д стимулировать образование Н2О2 в листьях арабидопсиса путем генерации фосфатидной кислоты, выполняющей функции липидного мессенджера [88].
Роль Н2О2 как сигнальной молекулы и регулятора экспрессии некоторых хлоропластных и ядерных генов стали рассматривать относительно недавно [11, 13, 30]. Новое представление о действии АФК как сигнальных интермедиатов вначале появилось при исследовании гормональной сигнализации и регуляции экспрессии генов, участвующих в защите растений от патогенной инфекции [4], и здесь важную роль играет взаимодействие АФК с салициловой кислотой и оксидом азота.
Хорошо известно, что экзогенная салициловая кислота и патогены индуцируют всплеск АФК в растительных тканях [1, 89]. Однако остается неясным, каким образом и насколько АФК участвуют в формировании повышенной стресс-устойчивости растений. Развитие ОС при воздействии салициловой кислоты показано в ряде работ. Имеются данные о том, что экзогенная салициловая кислота повышает холодоустойчивость растений [90]. Этот эффект связывают с ингибированием каталазы и, как следствие, с ОС, обусловленным накоплением Н2О2. На примере двух генотипов кукурузы показано, что устойчивая к холоду линия обладала молекулярной формой каталазы, которая сильнее ингибировалась салициловой кислотой по сравнению с каталазой чувствительной линии [90]. Окислительный стресс, вызываемый экзогенной салициловой кислотой, зависит от кальциевого статуса клеток и не проявляется в присутствии блокаторов кальциевых каналов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Накапливается все больше данных о том, что АФК, как и ионы Са2+, являются интермедиатами в работе единой сигнальной внутриклеточной сети. Однако во многом остается неясным, индуцируют ли АФК как вторичные мессенджеры новые сигнальные системы или они вовлекаются лишь в регуляцию известных клеточных сигнальных путей. Мы предполагаем, что в сигнализации между хлоропластом и ядром наиболее вероятна вторая гипотеза, однако этот вопрос, очевидно, нуждается в дальнейшем изучении. Также остается открытым вопрос о первичных сенсорах АФК и о генах первичного ответа на ОС. На роль сенсоров АФК могут претендовать транскрипционные факторы или протеинкиназы, которые прямо или косвенно способны менять свою активность под воздействием АФК. Однако без прямых экспериментальных доказательств высказанная выше возможность пока носит чисто гипотетический характер.
Понимание механизмов, с помощью которых происходит восприятие и передача сигналов об ОС, а также выяснение молекулярных механизмов воздействия АФК на их мишени необходимы для разработки стратегии и методов повышения стресс-толерантности сельскохозяйственных и технических культур.
Работа была выполнена при частичной финансовой поддержке грантов Российского фонда фундаментальных исследований № 11-04-01389 и № 09-04-01074, гранта Программы Президиума РАН "Молекулярная и клеточная биология", а также гранта № 16.740.11.0176 Министерства образования и науки.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Колупаев Ю.Е., Карпец Ю.В. Формирование адаптивных реакций растений на действие абиотических стрессов. Киев: Основа, 2010. 352 с.
2. Apel K., Hirt H. Reactive Oxygen Species: Metabolism, Oxidative Stress, and Signal Transduction // Annu. Rev. Plant Biol. 2004. V. 55. P. 373–399.
3. Asada K. The Water–Water Cycle in Chloroplasts: Scavenging of Active Oxygens and Dissipation of Excess Photons // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 601–639.
4. Chen Z., Silva H., Klessig D.F. Active Oxygen Species in the Induction of Plant Systemic Acquired Resistance by Salicylic Acid // Science. 1993. V. 262. P. 1883–1886.
5. Minibayeva F., Kolesnikov O.P., Gordon L.K. Contribution of a Plasma Membrane Redox System to the Superoxide Production by Wheat Root Cells // Protoplasma. 1998. V. 205. P. 101–106.
6. Минибаева Ф.В., Гордон Л.Х. Продукция супероксида и активность внеклеточной пероксидазы в растительных клетках при стрессе // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 459–464.
7. Desikan R., Mackerness S.A.-H., Hancock J.T., Neill S.J. Regulation of the Arabidopsis Transcriptome by Oxidative Stress // Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 159–172.
8. Desikan R., Hancock J.T., Neill S.J. Oxidative Stress Signaling // Plant Responses to Abiotic Stress: Topic in Current Genetics / Eds Hirt H., Shinozaki K. New York: Springer-Verlag, 2003. P. 121–148.
9. Mori I.C., Schroeder J.I. Reactive Oxygen Species Activation of Plant Ca2+ Channels: A Signaling Mechanism in Polar Growth, Hormone Transduction, Stress Signaling, and Hypothetically Mechanotransduction // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 702–708.
10. Foyer C.H., Noctor G. Redox Homeostis and Antioxidant Signaling: A Metabolic Interface between Stress Perception and Physiological Responses // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 1866–1875.
11. Galvez-Valdivieso G., Mullineaux P.M The Role of Reactive Oxygen Species in Signalling from Chloroplasts to the Nucleus // Physiol. Plant. 2010. V. 138. P. 430–439.
12. Pei Z.-M., Murata Y., Benning G., Thomine S., Klusener B., Allen G.J., Grill E., Schroeder J.I. Calcium Channels Activated by Hydrogen Peroxide Mediate Abscisic Acid Signalling in Guard Cells // Nature. 2000. V. 406. P. 731–734.
13. Jaspers P., Kangasjärvi J. Reactive Oxygen Species in Abiotic Stress Signaling // Physiol. Plant. 2010. V. 138. P. 405–413.
14. Shao N., Beck C.F., Lemaire S.D., Krieger-Liszkay A. Photosynthetic Electron Flow Affects H2O2 Signaling by Inactivation of Catalase in Chlamydomonas reinhardtii // Planta. 2008. V. 228. P. 1055–1066.
15. Pfannschmidt T., Bräutigam K., Wagner R., Dietzel L., Schröter Y., Steiner S., Nykytenko A. Potential Regulation of Gene Expression in Photosynthetic Cells by Redox and Energy State: Approaches towards Better Understanding // Ann. Bot. 2009. V. 103. P. 599–607.
16. Mullineaux P.M., Karpinski S., Baker N.R. Spatial Dependence for Hydrogen Peroxide-Directed Signaling in Light-Stressed Plants // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 346–350.
17. Pitzschke P., Hirt H. Mitogen-Activated Protein Kinases and Reactive Oxygen Species Signaling in Plants // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 351–356.
18. Miller G., Nobuhiro S., Rizhsky L., Hegie A., Koussevitzky S., Mittler R. Double Mutants Deficient in Cytosolic and Thylakoid Ascorbate Peroxidase Reveal a Complex Mode of Interaction between Reactive Oxygen Species, Plant Development, and Response to Abiotic Stresses // Plant Physiol. 2007. V. 144. P. 1777–1785.
19. Swanson S., Gilroy S. ROS in Plant Development // Physiol. Plant. 2010. V. 138. P. 384–392.
20. Foyer C.H., Shigeoka S. Understanding Oxidative Stress and Antioxidant Functions to Enhance Photosynthesis // Plant Physiol. 2011. V. 155. P. 93–100.
21. Foyer C.H., Noctor G.D. Redox Regulation in Photosynthetic Organisms: Signalling, Acclimation, and Practical Implications // Antiox. Redox Signal. 2009. V. 11. P. 861–905.
22. Хавинсон В.К., Баринов В.А., Арутюнян А.В., Малинин В.В. Свободнорадикальное окисление и старение. СПб.: Наука, 2003. 197 с.
23. Ivanov B.N., Mubarakshina M.M., Khorobrykh S.A. Kinetics of the Plastoquinone Pool Oxidation Following Illumination. Oxygen Incorporation into Photosynthetic Electron Transport Chain // FEBS Lett. 2007. V. 581. P. 1342–1346.
24. Pospisil P. Production of Reactive Oxygen Species by Photosystem II // Biochim Biophys Acta. 2009. V. 1787. P. 1151–1160.
25. Krieger-Liszkay A Singlet Oxygen Production in Photosynthesis // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 337–346.
26. Mittler R. Oxidative Stress, Antioxidants and Stress Tolerance // Trends Plant Sci. 2002. V. 7. P. 405–410.
27. Karu T.I. Mitochondrial Signaling in Mammalian Cells Activated by Red and Near-IR Radiation // Photochem. Photobiol. 2008. V. 84. P. 1091–1099.
28. Allakhverdiev S.I., Los D.A., Mohanty P., Nishiyama Y., Murata N. Glycinebetaine Alleviates the Inhibitory Effect of Moderate Heat Stress on the Repair of Photosystem II during Photoinhibition // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1767. P. 1363–1371.
29. Kreslavski V.D., Carpentier R., Klimov V.V., Allakhverdiev S.I. Transduction Mechanisms of Photoreceptor Signals in Plant Cells // J. Photochem. Photobiol. C. Photochem. Rev. 2009. V. 10. P. 63–80.
30. Hung S.-H., Yu C.-W., Lin C.H. Hydrogen Peroxide Functions as a Stress Signal in Plants // Bot. Bull. Acad. Sinica. 2005. V. 46. P. 1–10.
31. Прадедова Е.В., Ишеева О.Д., Саляев Р.К. Классификация системы антиоксидантной защиты как основа рациональной организации экспериментального исследования окислительного стресса у растений // Физиология растений. 2011. Т. 58. С. 177–185.
32. Ishikawa T., Shigeoka S. Recent Advances in Ascorbate Biosynthesis and the Physiological Significance of Ascorbate Peroxidase in Photosynthesizing Organisms // BioSci. Biotechnol. Biochem. 2008. V. 72. P. 1143–1154.
33. Sairam R.K., Srivastava G.C. Induction of Oxidative Stress and Antioxidant Activity by Hydrogen Peroxide Treatment in Tolerant and Susceptible Wheat Genotypes // Biol. Plant. 2000. V. 43. P. 381–386.
34. Креславский В.Д., Карпентиер Р., Климов В.В., Мурата Н., Аллахвердиев С.И. Молекулярные механизмы устойчивости фотосинтетического аппарата к стрессу // Биол. мембраны. 2007. Т. 24. С. 195–217.
35. Кузнецов Вл.В., Шевякова Н.И. Пролин при стрессе: биологическая роль, метаболизм, регуляция // Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 391–336.
36. Тарчевский И.А. Метаболизм растений при стрессе. Казань: Фэн, 2001. 448 с.
37. Kuznetsov Vl.V., Shevyakova N.I. Polyamines and Stress Tolerance of Plants // Plant Stress. 2007. V. 1. P. 50–71.
38. Vranova E., Inze D., van Breusegem F. Signal Transduction during Oxidative Stress // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 1227–1236.
39. Креславский В.Д., Любимов В.Ю., Котова Л.М., Котов А.А. Влияние предобработки хлорхолинхлоридом на устойчивость ФС II растений фасоли к УФ-B радиации, содержание фитогормонов и перекиси водорода // Физиология растений. 2011. Т. 58. С. 262–267.
40. Spadaro D., Yun B.-W., Spoel S.H., Chu C., Wang Y.-Q., Loake G.J. The Redox Switch: Dynamic Regulation of Protein Function by Cysteine Modifications // Physiol. Plant. 2010. V. 138. P. 360–371.
41. Kojima K., Oshita M., Nanjo Y., Kasai K., Tozawa Y., Hayashi H., Nishiyama Y. Oxidation of Elongation Factor G Inhibits the Synthesis of the D1 Protein of Photosystem II // Mol. Microbiol. 2007. V. 65. P. 936–947.
42. Kojima K., Motohashi K., Morota T., Oshita M., Hisabori T., Hayashi H., Nishiyama Y. Regulation of Translation by the Rredox State of Elongation Factor G in the Cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 18 685–18 691.
43. Nishiyama Y., Allakhverdiev S.I., Murata N. Protein Synthesis Is the Primary Target of Reactive Oxygen Species in the Photoinhibition of Photosystem II // Physiol. Plant. 2011. V. 142. P. 35–46.
44. Zhang L., Paakkarinen V., van Wijk K.J., Aro E.-M. Biogenesis of the Chloroplast-Encoded D1 Protein: Regulation of Translation Elongation, Insertion and Assembly into Photosystem II // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1769–1782.
45. Mittler R., Vanderauwera S., Gollery M., van Breusegem F. Reactive Oxygen Gene Network of Plants // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 490–498.
46. Davletova S., Rizhsky L., Liang H., Shengqiang Z., Oliver D.J., Coutu J., Shulaev V., Schlauch K., Mittler R. Cytosolic Ascorbate Peroxidase 1 Is a Central Component of the Reactive Oxygen Gene Network of Arabidopsis // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 268–281.
47. Buchanan B.B., Luan S. Redox Regulation in the Chloroplast Thylakoid Lumen: A New Frontier in Photosynthesis Research // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 1439–1447.
48. Shao N., Krieger-Liszkay A., Schroda M., Beck C.F. A Reporter System for the Individual Detection of Hydrogen Peroxide and Singlet Oxygen: Its Use for the Assay of Reactive Oxygen Species Produced In Vivo // Plant J. 2007. V. 50. P. 475–487.
49. Fey V., Wagner R., Bräutigam K., Pfannschmidt T. Photosynthetic Redox Control of Nuclear Gene Expression // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 1491–1498.
50. Pogson B.J., Woo N.S., Förster B., Small I.D. Plastid Signalling to the Nucleus and Beyond // Trends Plant Sci. 2008. V. 13. P. 602–609.
51. Yang D.-H., Andersson B., Aro E.M., Ohad I. The Redox State of the Plastoquinone Pool Controls the Level of the Light-Harvesting Chlorophyll a/b Binding Protein Complex II (LHC II) during Photoacclimation // Photosynth. Res. 2001. V. 68. P. 163–174.
52. Scheibe R., Backhausen J.E., Emmerlich V., Holtgrefe S. Strategies to Maintain Redox Homeostasis during Photosynthesis under Changing Conditions // J. Exp. Bot. 2005. V. 56. P. 1481–1489.
53. Lee K.P., Kim C., Langraf F., Apel K. EXECUTER1- and EXECUTER2-Dependent Transfer of Stress-Related Signals from the Plastid to the Nucleus of Arabidopsis thaliana // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2007. V. 104. P. 10 270–10 275.
54. Danon A., Miersch O., Felix G., den Camp R.G., Apel K. Concurrent Activation of Cell Death-Regulating Signaling Pathways by Singlet Oxygen in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2005. V. 41. P. 68–80.
55. Bienert G.P., Møller A.L., Kristiansen K.A., Schulz A., Møller I.M., Schjoerring J.K., Jahn T.P. Specific Aquaporins Facilitate the Diffusion of Hydrogen Peroxide across Membranes // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 1183–1192.
56. Davletova S., Schlauch K., Coutu J., Mittler R. The Zinc-Finger Protein ZAT12 Plays a Central Role in Reactive Oxygen and Abiotic Stress Signaling in Arabidopsis // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 847–856.
57. Karpinski S., Reynolds H., Karpinska B., Wingsle G., Creissen G., Mullineaux P. Systemic Signalling and Acclimation in Response to Excess Excitation Energy in Arabidopsis // Science. 1999. V. 284. P. 654–657.
58. Mubarakshina M.M., Ivanov B.N., Naidov I.A., Hillier W., Badger M.R., Krieger-Liszkay1 A. Production and Diffusion of Chloroplastic H2O2 and Its Implication to Signalling // J. Exp. Bot. 2010. V. 61. P. 3577-3587.
59. Bechtold U., Richard O., Zamboni A., Gapper C., Geisler M., Pogson B., Karpinski S., Mullineaux P.M. Impact of Chloroplastic- and Extracellular-Sourced ROS on High Light-Responsive Gene Expression in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 121–133.
60. Mullineaux P., Ball L., Escobar C., Karpinska B., Creissen G., Karpinski S. Are Diverse Signalling Pathways Integrated in the Regulation of Arabidopsis Antioxidant Defense Gene Expression in Response to Excess Excitation Energy? // Phil. Transact. R. Soc. London. 2000. V. 355. P. 1531–1540.
61. Калуев А.В. К вопросу о регуляторной роли активных форм кислорода в клетке // Биохимия. 1998. Т. 63. С. 1305–1306.
62. Yabuta Y., Maruta T., Yoshimura K., Ishikawa T., Shigeoka S. Two Distinct Redox Signaling Pathways for Cytosolic APX Induction under Photooxidative Stress // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45. P. 1586–1594.
63. Laloi C., Stachowiak M., Pers-Kamczyc E., Warzych E., Murgia I., Apel K. Cross-Talk between Singlet Oxygen- and Hydrogen Peroxide-Dependent Signaling of Stress Responses in Arabidopsis thaliana // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2007. V. 104. P. 672–677.
64. Karpinska B., Wingsle G., Karpinski S. Antagonistic Effects of Hydrogen Peroxide and Glutathione on Acclimation to Excess Excitation Energy in Arabidopsis // IUBMB Life. 2000. V. 50. P. 21–26.
65. Kanesaki Y., Yamamoto H., Paithoonrangsarid K., Shoumskaya M., Suzuki I., Hayashi H., Murata N. Histidine Kinases Play Important Roles in the Perception and Signal Transduction of Hydrogen Peroxide in the Cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803 // Plant J. 2007. V. 49. P. 313–324.
66. Suzuki I., Kanesaki Y., Hayashi H., Hall J.J., Simon W.J., Slabas A.R., Murata N. The Histidine Kinase Hik34 Is Involved in Thermotolerance by Regulating the Expression of Heat Shock Genes in Synechocystis // Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 1409–1421.
67. Shoumskaya M.A., Paithoonrangsarid K., Kanesaki Y., Los D.A., Zinchenko V.V., Tanticharoen M., Suzuki I., Murata N. Identical Hik-Rre Systems Are Involved in Perception and Transduction of Salt Signals and Hyperosmotic Signals but Regulate the Expression of Individual Genes to Different Extents in Synechocystis // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 21 531–21 538.
68. Zheng M., Aslund F., Storz G. Activation of OxyR Transcription Factor by Reversible Disulfide Bond Formation // Science. 1998. V. 279. P. 1718–1721.
69. Triantaphylidès C., Krischke M., Hoeberichts F.A., Ksas B., Gresser G., Havaux M., van Breusegem F., Mueller M.J. Singlet Oxygen Is the Major Reactive Oxygen Species Involved in Photooxidative Damage to Plants // Plant Physiol. 2008. V. 148. P. 960–968.
70. Fischer B.B., Krieger-Liszkay A., Hideg E., Snyrychová I., Wiesendanger M., Eggen R.I. Role of Singlet Oxygen in Chloroplast to Nucleus Retrograde Signaling in Chlamydomonas reinhardtii // FEBS Lett. 2007. V. 581. P. 5555–5560.
71. Scarpeci T.E., Zanor M.I., Carrillo N., Mueller-Roeber B., Valle E.M. Generation of Superoxide Anion in Chloroplasts of Arabidopsis thaliana during Active Photosynthesis: A Focus on Rapidly Induced Genes // Plant Mol. Biol. 2008. V. 66. P. 361–378.
72. Rizhsky L., Liang H., Mittler R. The Water–Water Cycle Is Essential for Chloroplast Protection in the Absence of Stress // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 38 921–38 925.
73. Sagi M., Fluhr R. Production of Reactive Oxygen Species by Plant NADPH Oxidases // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 336–340.
74. Gadjev I., Vanderauwera S., Gechev T.S., Laloi C., Minkov I.N., Shulaev V., Apel K., Inze D., Mittler R., van Breusegem F. Transcriptomic Footprints Disclose Specificity of Reactive Oxygen Species Signaling in Arabidopsis // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 436–445.
75. Kovtun Y., Chiu W.L., Tena G., Sheen J. Functional Analysis of Oxidative Stress-Activated Mitogen-Activated Protein Kinase Cascade in Plants // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. V. 97. P. 2940–2945.
76. Nishiyama Y., Yamamoto H., Allakhverdiev S.I., Inaba M., Yokota A., Murata N. Oxidative Stress Inhibits the Repair of Photodamage to the Photosynthetic Machinery // EMBO J. 2001. V. 20. P. 5587–5594.
77. Gupta R., Luan S. Redox Control of Protein Tyrosine Phosphatases and Mitogen-Activated Protein Kinases in Plants // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 1149–1152.
78. Rentel M.C., Lecourieux D., Ouaked F., Usher S.L., Petersen L., Okamoto H., Knight H., Peck S.C., Grierson C.S., Hirt H., Knight M.R. OXI1 Kinase Is Necessary for Oxidative Burst-Mediated Signaling in Arabidopsis // Nature. 2004. V. 427. P. 858–861.
79. Joo J.H., Wang S., Chen J.G., Jones A.M., Fedoroff N.V. Different Signaling and Cell Death Roles of Heterotrimeric G-Protein  and  Subunits in the Arabidopsis Oxidative Stress Response to Ozone // Plant Cell. 2005. V. 17. P. 957–970.
80. Gidrol X., Sabelli P.A., Fern Y.S., Kush A.K. Annexin-Like Protein from Arabidopsis thaliana Rescues oxyR Mutant of Escherichia coli from H2O2 Stress // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. V. 93. P. 11 268–11 273.
81. Liu H., Colavitti R., Rovira I.I., Finkel T. Redox-Dependent Transcriptional Regulation // Circul. Res. 2005. V. 97. P. 967–974.
82. Neill S.J., Desikan R., Clarke A., Hurst R.D., Hancock J.T. Hydrogen Peroxide and Nitric Oxide as Signalling Molecules in Plants // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 1237–1247.
83. Kim M.C., Chung W.S., Yun D., Cho M.J. Calcium and Calmodulin-Mediated Regulation of Gene Expression in Plants // Mol. Plant. 2009. V. 2. P. 13–21.
84. Yin D., Kuczera K., Squier T.C. The Sensitivity of Carboxyl-Terminal Methionines in Calmodulin Isoforms to Oxidation by H2O2 Modulates the Ability to Activate the Plasma Membrane Ca-ATPase // Chem. Res. Toxicol. 2000. V. 13. P. 103–110.
85. Jung J.-Y., Shin R., Schachtaman D.P. Ethylene Mediates Response and Tolerance to Potassium Deprivation in Arabidopsis // Plant Cell. 2009. V. 21. P. 607–621.
86. Munnik T., Irvine R.F., Musgrave A. Phospholipid Signaling in Plants // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1389. P. 222–272.
87. Tognetti V.B., Mühlenbock P., van Breusegem F. Stress Homeostasis  the Redox and Auxin Perspective // Plant Cell Environ. 2011. doi 10.1111/j.1365-3040.2011.02324.x
88. Sang Y., Cui D., Wang X. Phospholipase D and Phosphatidic Acid-Mediated Generation of Superoxide in Arabidopsis // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1449–1458.
89. Дмитриев А.П. Сигнальные молекулы растений для активации защитных реакций в ответ на биотический стресс // Физиология растений. 2003. Т. 50. С. 465–474.
90. Horváth E., Janda T., Szalai G., Páldi E. In Vitro Salicylic Acid Iinhibition of Catalase Activity in Maize: Differences between the Isozymes and a Possible Role in the Induction of Chilling Tolerance // Plant Sci. 2002. V. 163. P. 1129–1135.
ПОДПИСИ К РИСУНКАМ

Рис. 1. Схема образования активных форм кислорода в процессе восстановления О2 в Н2О2 (по [38]).

Рис. 2. Общая схема зависимой от фотосинтеза регуляции ядерной генной экспрессии.
Накопление редокс-активных соединений, таких как АФК, внутри хлоропласта связано со скоростью фотосинтетического транспорта электронов. Редокс-активные системы типа тиоредоксина и PQ могут действовать через определенные пути трансдукции или вторичные мессенджеры, известные при действии абиотических стрессоров в цитозоле, или взаимодействовать с ними. Сигналы, образующиеся при работе ЭТЦ, могут также изменять экспрессию ядерных генов путем генерации системных сигналов в процессе, известном как системная приобретенная устойчивость. ПК – протеинкиназы; Ф – фосфатазы; ДАГ – диацилглицерин; ФлС  фосфолипаза С; IP3  инозитол-1,4,5-трифосфат; ZAT10, ZAT12 – гены, кодирующие факторы транскрипции; LHCB кодирует белок ССК ФС II; ELIP2 кодирует ранний светоиндуцируемый белок 2; CHS кодирует халконсинтазу; AOX1 кодирует митохондриальную альтернативную оксидазу. Отмечены известные вторичные мессенджеры. Знаком вопроса отмечен гипотетический сенсор редокс-состояния клетки. Модифицированная схема на основе данных из работы [50].

Рис. 3. Гипотетическая схема путей трансдукции фотосинтетических редокс-сигналов.
Редокс-сигналы, генерированные АФК, инициируют сигнальные пути, вызывающие экспрессию специфических ядерных генов. ФС II генерирует синглетный кислород 1О2, ФС I генерирует супероксид анион-радикалы О2, которые в процессе реакции, катализируемой СОД, превращаются в кислород и перекись водорода. Тилакоидная аскорбатпероксидаза (АП) может восстанавливать Н2О2 до воды. Н2О2 может регулировать количество образующегося 1О2 путем окисления первичного акцептора электронов QA в пластохиноновом пуле (PQ). Прерывистыми стрелками показаны гипотетические пути передачи сигнала. Знаки вопроса символизируют неизвестные компоненты передачи сигналов. Сплошные линии показывают пути передачи сигналов, которые в определенной степени экспериментально подтверждены. Линиями из точек обозначены пути переноса электрона в ЭТЦ хлоропластов и в строме. Один из возможных путей передачи редокс-сигнала включает перенос электронов на известные редокс-сенсоры, например, на тиоредоксин (Тр), который может регулировать экспрессию пластидных и/или ядерных генов. Возможно участие и неизвестных редокс-сенсоров (РС?). Экспрессия ядерных генов может также индуцироваться с участием 1О2 и белков EX1 и EX2 (ЕХ). Образующаяся в первичных процессах фотосинтеза Н2О2 может проникать в цитозоль, вероятно, через водные каналы, и, действуя через неизвестный сенсор и МАП-киназный каскад, и/или факторы транскрипции (ФТ), индуцирует экспрессию ядерных генов. КВК – кислород-выделяющий комплекс; cyt b6/f - цитохром-b6/f-комплекс; Пц – пластоцианин. При построении схемы использованы материалы работ [15, 30, 50].

Рис. 4. Предполагаемая схема регуляции активности бактериального фактора транскрипции OxyR.
Неактивная форма содержит тиоловые группы (SH). Под действием Н2О2 происходит окисление тиоловой группы с образованием SOH группы, из которой затем быстро образуется дисульфидная связь, и OxyR переходит в активную форму.

Рис. 5. Действие Н2О2 на транскрипцию и трансляцию.
Предполагается, что первичными сенсорами передачи сигнала Н2О2 могут быть редокс-чувствительные сенсоры (РС). Через них или прямо от Н2О2 сигнал может передаваться на МАП-киназы (МАПК) и/или на факторы транскрипции (ФТ) [15, 37, 50, 82]. В результате активируется транскрипция ядерных генов, необходимых для нейтрализации АФК. Молекулы Н2O2 также могут регулировать экспрессию генов на уровне трансляции, в частности, окисляя фактор элонгации трансляции G (EF-G) в хлоропластах и блокируя трансляцию новых белков [43].