УДК 581.1

РЕДОКС-РЕАКЦИИ В АПОПЛАСТЕ РАСТУЩИХ КЛЕТОК

©2017 г. Е. И. Шарова, С. С. Медведев

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Санкт-Петербургский государственный университет”, Санкт-Петербург

Поступила в редакцию 20.05.2016 г. 

 

В апопласте растущих клеток протекают редокс-реакции, влияющие на растяжимость клеточных стенок. В них участвуют десятки локализованных в клеточных стенках оксидоредуктаз (гемовые пероксидазы I и III классов, ФАД- и Cu-зависимые аминоксидазы, оксалатоксидаза, аскорбатоксидаза, супероксиддисмутаза и другие), а также НАДФ·Н-оксидаза и хинонредуктаза плазмалеммы. Растяжимость клеточных стенок снижается в результате катализируемого пероксидазами образования фенольных поперечных сшивок между полимерами. Имеются доказательства прямой зависимости роста клеток от продукции активных форм кислорода (АФК) в апопласте. Особое значение придается HO•, способному локально разрывать полисахариды и увеличивать растяжимость стенок. Образование HO• происходит в результате одноэлектронного восстановления Н2О2 и поэтому связано с комплексом ферментативных и спонтанных реакций обмена Н2О2 в апопласте. Растяжимость зависит от содержания в апопласте аскорбата и от соотношения его окисленной и восстановленной форм. Эта зависимость реализуется не только посредством широко известного тормозящего действия на окисление фенолов, но также через прооксидантную и сигнальную активности. До сих пор имеются лишь косвенные свидетельства роли редокс-сигнализации из апопласта в регуляции роста клеток. Помимо аскорбата в ней предположительно участвуют АФК, реакции рециклизации глутатиона, многочисленные редокс-чувствительные пептиды и белки, локализованные в клеточной стенке и плазмалемме.

Ключевые слова: апопласт – клеточная стенка – редокс-реакции – АФК – регуляция роста –оксидоредуктазы – фенолы – полиамины – аскорбат – глутатион

Сокращения: АК – аскорбиновая кислота; γ-АМК – γ-аминомасляная кислота; АО – аскорбатоксидаза; АПО – аскорбатпероксидаза; АФК – активные формы кислорода; ДАК – дидегидроаскорбиновая кислота; ДАО – диаминоксидаза; МДАК – монодегидроаскорбиновая кислота; ОО – оксалатоксидаза; ПАО – полиаминоксидаза; ПО – гваяколпероксидаза; CRK – обогащенные цистеином рецептороподобные протеинкиназы; GGT – γ-глутамилтрансфераза/транспептидаза; GSH – глутатион восстановленный; GSSG – глутатион окисленный.

Адрес для корреспонденции: Шарова Елена Игоревна. 199034 Санкт-Петербург, Университетская наб., 7/9. Санкт-Петербургский государственный университет, Биологический факультет, кафедра физиологии и биохимии растений. Электронная почта: elenasharova@mail.ru

ВВЕДЕНИЕ

Рост растительных клеток зависит от способности первичных клеточных стенок необратимо растягиваться под напором тургорного давления. Растяжимость клеточных стенок в свою очередь определяется структурой полимеров, из которых они состоят. Кроме того, она регулируется поперечными связями между этими полимерами: чем они прочнее, тем меньше растяжимость. Водородные связи объединяют главные структурные компоненты клеточных стенок — микрофибриллы целлюлозы и окружающие их гемицеллюлозы. Ионные связи наиболее значимы для построения пектиновой сети, а ковалентные участвуют в поддержании гемицеллюлозных и белковых сетей. 

Протекающие в апопласте окислительно-восстановительные (редокс-) реакции приводят к образованию или разрушению ковалентных связей между полимерами стенки, а также к разрушению самих полимеров. Эти реакции и их роль в регуляции роста растительных клеток изучаются уже более полувека. За последнее десятилетие в результате развития постгеномных и клеточных технологий сложилось представление о многокомпонентной редокс-системе клеточных стенок. Это система взаимодействующих окислителей и восстановителей. Они вступают в ферментативные реакции, катализируемые десятками различных ферментов класса оксидоредуктаз. Они подвергаются многочисленным неферментативным превращениям. В спонтанных реакциях часто участвуют АФК. Клеточная стенка — окислительный компартмент растительной клетки, в котором в основном происходит окисление органических веществ. Редокс-баланс поддерживается благодаря постоянному притоку восстановителей из внутриклеточных источников. В данном обзоре редокс-система апопласта рассмотрена в аспекте ее участия в регуляции роста растительных клеток. 

 

ТОРМОЖЕНИЕ РОСТА В РЕЗУЛЬТАТЕ ОКИСЛЕНИЯ ФЕНОЛЬНЫХ КОМПОНЕНТОВ 

Первичные клеточные стенки небогаты фенолами. У двудольных растений до 10% сухой массы стенок приходится на структурный белок экстенсин, в составе которого 8-10 молярных % фенольной аминокислоты тирозина. Экстенсин в первые часы после секреции легко экстрагируется из клеточных стенок растворами солей. Однако со временем он инсолюбилизируется благодаря образованию окислительных поперечных связей между остатками тирозина, среди которых наиболее распространены изодитирозиновые. Образование этих связей происходит при участии специфической “экстенсиновой” пероксидазы [1]. В течение многих лет со времени своего открытия в начале 1960-х годов экстенсин рассматривался как возможный регулятор роста клеток, чему и обязан своим названием. Однако в дальнейшем надежное экспериментальное обоснование получило представление о роли инсолюбилизации экстенсина в укреплении стенки в условиях стресса, например при атаке патогенов [2].

У злаков фенольные вещества первичных клеточных стенок в основном представлены оксикоричными кислотами (феруловой, кумаровой, синаповой) в составе арабиноксиланов. Фенольные кислоты, окисляясь с помощью пероксидаз, образуют поперечные связи между гемицеллюлозами (рис. 1). Наиболее распространены диферулатные мостики (5-5, 8-8, 5-8, 4-О-8 и другие). Их роль в торможении роста побегов различных злаков хорошо обоснована. Увеличение содержания феруловой кислоты и диферулатов наблюдается при старении колеоптилей [3], светозависимом и базипетальном торможении роста мезокотилей [4], в условиях гипергравитации [5] и засоления [6].

 

УСКОРЕНИЕ РОСТА ПОД ДЕЙСТВИЕМ АФК

Предпринимались многочисленные попытки понять роль редокс-процессов в регуляции роста посредством обработки растений окислителями и восстановителями: Н2О2, НАД(Ф)·Н, аскорбатом, глутатионом, дитиотрейтолом, ингибиторами оксидаз и пероксидаз. Такие воздействия, как правило, вызывали торможение роста, что очевидно являлось стрессовой реакцией на резкое изменение редокс-баланса.

Ускорения роста растений иногда удавалось достигнуть, возбуждая в них свободнорадикальные реакции. В 1940-60-е годы в связи с развитием атомной энергетики интенсивно изучали действие ионизирующей радиации на растения, регистрировали парадоксально сильные положительные эффекты и разрабатывали «радиоактивные удобрения» с целью стимуляции роста. Итог этих исследований был подведен в нескольких обзорах K. Sax. По мнению K. Sax [7], достоверно можно утверждать только то, что периодическое воздействие на вегетирующее растение небольшими дозами ионизирующей радиации вызывает ускорение роста. Рост-стимулирующим эффектом обладает гидроксил-радикал (HO•) — мощный возбудитель свободнорадикальных процессов (рис. 1). При инкубации в среде протекания реакции Фентона (Fe2+ + H2O2 → Fe3+ + HO• + OH–) происходило ускорение растяжения колеоптилей кукурузы, гипокотилей огурца, сои, подсолнечника и сосны [8], корней кукурузы [9]. Оно было вызвано резким увеличением в этих условиях растяжимости клеточных стенок. В опытах in vitro было показано, что инкубация ксилоглюканов в среде протекания реакции Фентона приводит к снижению вязкости раствора в результате деполимеризации этих гемицеллюлоз [10]. 

Для обнаружения окислительных повреждений полисахаридов в клеточных стенках использовали метод “3Н-отпечатков” [11, 12, 13]. Он основан на восстановлении карбонильных групп, возникающих при окислении полисахаридов, с помощью NaB3H4 и таким образом на мечении тритием окисленных фракций полисахаридов. Окислительные повреждения полисахаридов клеточных стенок были обнаружены в созревающих плодах груши [11], в разрывающемся эндоспермном чехлике в процессе проклевывания корешка у кресс-салата и в быстро растущих колеоптилях кукурузы [12], в отделительном слое вайи водного папортника Azolla [13].

Разработано много методов для определения отдельных АФК и их суммы, применимых и к клеточным стенкам. Суммарное содержание АФК чаще всего регистрируют по реакции окисления 2′,7′-дихлорфлуоресцина до флуоресцирующего 2′,7′-дихлорфлуоресцеина [14, 15]. Наиболее распространенный метод определения супероксид-радикала (O2•–) основан на его способности восстанавливать соли тетразолия: нитросинего тетразолия до нерастворимого формазана, XXT (3′-[1-[(фениламино)-карбонил]-3,4-тетразолий]-бис(4-метокси-6-нитро)бензолсульфоновой кислоты) — до растворимого [9, 12, 14 — 16]. Для определения Н2О2 часто применяют FOX-метод, основанный на окислении Fe2+ до Fe3+ [17], пероксидазные методы, основанные на окислении с помощью Н2О2 фенольных субстратов пероксидаз до окрашенных продуктов [9]. Кроме того, используют способность Н2О2 восстанавливать люминол и тем самым возбуждать его хемилюминесценцию, а также окислять CeCl3 с образованием электронноплотного осадка [15, 18]. Гидроксил-радикал выявляют методом ЭПР, регистрируя “ловушки HO•” — долгоживущие свободные радикалы, возникающие под действием HO• [9, 10, 14]. 

С помощью этих методов определяют содержание АФК в среде инкубации растительного объекта или в апопластном растворе, отжатом из ткани посредством низкоскоростного центрифугирования. Гистохимические оценки делают, применяя зонды, адсорбирующиеся на поверхности органов или в клеточных стенках. При этом следует учитывать, что выделение АФК в среду инкубации сильно зависит от проницаемости поверхности растительного объекта, которая обычно выше у молодых, быстро растущих тканей, а интенсивность свечения гистохимических зондов — от того, где они сконцентрированы. 

Применение перечисленных выше методов обнаружило, что удлиняющиеся колеоптили кукурузы выделяют O2•– в среду инкубации, причем более интенсивно при ускорении их роста ауксином [14]. Образование O2•– и Н2О2 в клеточных стенках и выделение O2•– в среду инкубации максимально в зоне растяжения листьев кукурузы [15], а при торможении роста листьев в условиях засоления уровень АФК в клеточных стенках снижается [16]. У мезокотилей кукурузы концентрация Н2О2 в апопласте была наибольшей в зоне быстрого растяжения клеток [17]. 

У корней кукурузы максимальная генерация O2•– и HO• наблюдалась на поверхности зоны растяжения, а ИУК-зависимое торможение роста сопровождалось снижением уровня АФК [9]. Увеличение растяжимости клеточных стенок, способствующее поддержанию роста корней кукурузы в условиях засоления, было связано с повышенной выработкой Н2О2 в апопласте зоны растяжения [18]. Однако J.H. Joo и соавторы [19], изучая гравитропический изгиб корня кукурузы, обнаружили ИУК-зависимое накопление АФК в клетках нижней, медленно растущей части горизонтально ориентированного корня. Кроме того, авторы наблюдали накопление АФК и во время ИУК-зависимого ингибирования роста вертикально ориентированных корней. В отличие от A. Liszkay и соавторов [9], описавших на том же объекте противоположный эффект ИУК, J.H. Joo и соавторы использовали проходящий сквозь биомембраны 2′,7′-дихлорфлуоресцин-диацетат и поэтому регистрировали уровень АФК не столько на поверхности, сколько внутри клеток. 

Высокая скорость образования O2•– зарегистрирована в зоне растяжения корешков прорастающих семян гороха [20]. Быстро растущие корешки также генерировали HO• на своей поверхности, но не Н2О2. Окрашивание кончиков корней флуоресцентным зондом на O2•– наблюдалось у прорастающих семян кресс-салата [12] и ивы [21]. 

АФК сконцентрированы в кончике корневого волоска арабидопсиса на ранних стадиях его развития и участвуют в формировании аксиальных градиентов ионов кальция [22]. Однако использование не проникающего в клетки зонда OxyBURST показало, что в процессе удлинения корневых волосков в клеточной стенке растущего кончика образуется значительно меньше АФК, чем в не растущих боковых стенках [23]. Причем во время ростовых осцилляций ускорению роста волосков предшествовало снижение, а торможению — повышение уровня АФК в клеточных стенках. Интенсивное образование O2•– происходит на поверхности растущих волосков семян хлопчатника [24].

Таким образом, в апопласте растущих клеток регистрируются Н2О2, O2•– и HO•. Пероксид водорода наименее реактивен из них, поэтому он может накапливаться и диффундировать на расстояния, сопоставимые с размерами клеток, легко преодолевая клеточные мембраны. В апопласте он может появляться не только в результате реакций, протекающих in muro, но и за счет внутриклеточных источников, хотя вклад последних слабо изучен. В отсутствие стресса уровень Н2О2 в апопласте обычно составляет 0.01–0.1 мМ. Регистрируемые в апопласте HO• и O2•– образуются в самих клеточных стенках, так как они настолько реактивны, что неспособны диффундировать на значительные расстояния и накапливаться в клетках. Поэтому обычно оценивается скорость их образования, а не содержание. Супероксид-радикал в протонированной форме (HO2•) может преодолевать мембраны. Протонирование O2•– происходит в кислой среде (pK 4.8). Так как клеточные стенки кислые (pH 5–6), O2•– из апопласта способен проникать внутрь клеток. Диффузионное расстояние HO• не превышает 1 нм. Поэтому он окисляет органические молекулы непосредственно в месте своего образования.

 

РЕДОКС-ПРОТЕОМИКА КЛЕТОЧНЫХ СТЕНОК

Протеом клеточных стенок насчитывает несколько сотен различных белков и пептидов. Более 50% из них имеют сигнальный N-пептид и, таким образом, попадают в клеточную стенку посредством классической везикулярной секреции, проходя через аппарат Гольджи [25]. Часть белков имеет сигналы так называемой неклассической секреции, не опосредованной аппаратом Гольджи и не ингибируемой брефельдином [26]. Многие белки клеточных стенок — щелочные гликопротеины, экстрагируемые растворами солей и, таким образом, ионно связанные с матриксом стенок. Часть белков очень прочно встроена в стенку и извлекается только после гидролиза полисахаридов. Некоторые белки находятся в апопластном растворе и легко диффундируют в среду инкубации растительных тканей.

Наиболее изученные протеомы клеточных стенок арабидопсиса и риса включают около 500 и 270 белков, соответственно [27]. Оксидоредуктазы составляют 10–15% этих белков. Среди них наиболее многочисленны гемовые пероксидазы III класса или так называемые гваяколпероксидазы (ПО). У арабидопсиса они кодируются 73 генами и в большинстве своем (71 из 73) имеют сигнальный N-пептид [28]. Семь ПО помимо N-пептида имеют также С-концевой сигнал вакуолярной локализации. Протеомный анализ фракции клеточных стенок арабидопсиса позволил выявить 32 ПО. Кроме того, 17 ПО фракции плазматической мембраны также, по-видимому, принадлежат клеточной стенке, так как не имеют гидрофобных трансмембранных доменов и предположительно адсорбируются на мембране с помощью каких-то мембранных белков. В клеточных стенках зарегистрированы аскорбатпероксидазы (АПО) — гемовые пероксидазы I класса, не имеющие сигнального N-пептида [29, 30].

Среди флавиновых оксидаз, кроме наиболее охарактеризованных полиаминоксидаз [31], обнаружены белки, подобные ретикулиноксидазе, участвующей в биосинтезе алкалоидов бензилизохинолиновой группы [27, 32]. 

Довольно многочисленна группа металл-зависимых оксидоредуктаз. Она включает медь-содержащие аскорбатоксидазы (АО), фенолоксидазы и диаминоксидазы, Cu-Zn-супероксиддисмутазы (СОД), Mn-зависимые джермины, обладающие оксалатоксидазной активностью, и джерминоподобные белки [29, 30].

В клеточных стенках встречаются НАД-зависимые дегидрогеназы: малатдегидрогеназа, алкогольдегидрогеназа, лактатдегидрогеназа и другие [29, 30, 33]. Многие исследователи объясняют их присутствие цитоплазматическим загрязнением, так как эти ферменты не имеют сигнального N-пептида и в клеточных стенках до сих пор не обнаружен НАД или иные пиридиновые динуклеотиды. В то же время в апопласте имеются субстраты этих дегидрогеназ. Яблочная кислота — одна из главных апопластных органических кислот, концентрация которой достигает 3 – 4 мМ [17, 34 — 36]. У многих растений в апопласте обнаружена молочная кислота — до 0.8 – 1.3 мМ [34]. В суспензии клеток арабидопсиса содержание лактата в апопласте снижается в ответ на биотическую атаку [36]. Нами было показано, что у мезокотилей кукурузы уровень лактата в апопласте наиболее высок у быстро растягивающихся клеток, примыкающих к колеоптильному узлу, и резко снижается в базальном направлении (данные не опубликованы).

За последнее десятилетие в клеточных стенках были обнаружены ферменты, которым необходим глутатион. Например, в апопласте листьев арабидопсиса выявлена глутатион-S-трансфераза [32], а в апопласте корней кукурузы [29] и листьев тополя [30] — глиоксилазы, которые при участии глутатиона превращают метилглиоксаль — высокотоксичный побочный продукт углеводного и аминокислотного метаболизма — в молочную кислоту. Детально изучена роль апопластных γ-глутамилтрансфераз в рециклизации окисленного глутатиона и, в целом, в редокс-регуляции [37]. Одна из восьми глутатионпероксидаз арабидопсиса — AtGPX6 — имеет признаки белка неклассической секреции и обнаружена в клеточных стенках [38]. Этот фермент восстанавливает не только Н2О2, но и гидроперекиси (ROOH), включая липидные, и использует в качестве восстановителя глутатион либо тиоредоксин.

В клеточных стенках локализованы некоторые редокс-чувствительные белки, активность которых связана с обратимым окислением SH-групп. Так, в апопласте корней кукурузы содержится один из глутаредоксинов [29]. Эти белки, спектр которых у растений намного богаче, чем у животных, обеспечивают глутатион-зависимое восстановление окисленных SH-групп у различных белков [39]. Во время своего каталитического цикла глутаредоксины либо сами глутатионилируются, либо глутатионилируют свои белковые субстраты. Изучение профиля содержания глутаредоксина в кончиках корней кукурузы показало, что его пик наблюдается в клеточных стенках клеток, завершающих растяжение [29]. 

В клеточных стенках обнаружены пероксиредоксин (Prx) [30] и тиоредоксин [30, 40]. Пероксиредоксины восстанавливают Н2О2 за счет окисления SH-групп в их составе: Н2О2 + Prx-SH → H2O + Prx-SOH [41]. Восстановление самих пероксиредоксинов происходит с помощью тиоредоксинов, которые, в свою очередь, восстанавливаются при участии НАДФ·Н-зависимых тиоредоксинредуктаз. Таким образом, эти тиоредоксинзависимые пероксидазы  участвуют в следующей цепи последовательных окислений, обеспечивающих восстановление Н2О2 за счет НАДФ·Н: Н2О2 → пероксиредоксин → тиоредоксин → тиоредоксинредуктаза → НАДФ·Н. Тиоредоксины восстанавливают SH-группы не только у пероксиредоксинов, но и у многих других белков, например у растительных глутатионпероксидаз [38]. Изучение роли апопластного тиоредоксина OsTRXh1 в листьях риса с использованием трансгенных растений, отличающихся уровнем экспрессии гена OsTRXh1, показало, что этот тиоредоксин снижает продукцию АФК в апопласте в условиях солевого стресса [40].

Участниками редокс-метаболизма клеточных стенок могут быть многочисленные обогащенные цистеином секреторные пептиды [25] и CRK — богатые цистеином рецептороподобные протеинкиназы плазмалеммы [42]. 

Существенный вклад в редокс-метаболизм клеточных стенок вносят и локализованные в плазматической мембране ферменты: липоксигеназы, глутатионпероксидазы, монодегидроаскорбатредуктазы, хинонредуктазы [43].  Наиболее изучена роль НАДФ·Н-оксидаз плазматической мембраны, которые генерируют в клеточной стенке O2•–, окисляя цитоплазматический НАДФ·Н [44].

Динамика протеома клеточных стенок исследована преимущественно в условиях стресса. Протеомный анализ клеточных стенок растягивающихся клеток был проведен на корнях проростков кукурузы [29]. Авторы обнаружили, что значительное увеличение растяжимости клеточных стенок корней при засолении, позволяющее корням удлиняться, несмотря на сниженное осмотическое давление, связано с многократным увеличением содержания в клеточных стенках оксалатоксидазы, Cu-Zn-зависимой СОД, АПО и нескольких ПО.

 

ГЕМОВЫЕ ПЕРОКСИДАЗЫ III КЛАССА

ПО составляют около половины оксидоредуктаз клеточных стенок. Молекула фермента представлена одной полипептидной цепью приблизительно из 300 аминокислотных остатков и включает гем, состоящий из Fe3+ и протопорфирина IX [45]. Большинство ПО — гликопротеины, различающиеся количеством и составом олигосахаридных цепей. В процессе пероксидазного каталитического цикла (рис. 1) фермент (Е) вначале окисляется пероксидом водорода (Fe3+ до оксоферрила Fe4+=O, а порфириновое кольцо до своего катион-радикала), переходя в форму Соединения I — Е(О). За счет двух последовательных одноэлектронных окислений субстрата фермент сначала переходит в форму Соединения II — Е(О–) и затем возвращается в основное состояние. 

Активность ПО направлена преимущественно на фенольные соединения. Эти ферменты проявляют низкую субстратную специфичность и каждой ПО доступен широкий круг фенолов, а также других восстановителей. Тем не менее, по субстратной специфичности их можно разделить на две группы [46]. G-пероксидазы проявляют наибольшую активность к низкомолекулярным фенолам, подобным гваяколу, и мало активны в отношении более крупных молекул, например S-лигнанов или сирингальдазина, имитирующего S-лигнаны. S-пероксидазы, напротив, предпочитают сирингальдазин гваяколу. По-видимому, только S-пероксидазы участвуют в лигнификации, например, катионная ПО белого тополя CWPO-C, AtPrx2, AtPrx25 и AtPrx71 арабидопсиса [47]. Способность этих S-пероксидаз окислять крупные субстраты обеспечена тем, что у Соединения I происходит миграция радикала с железопорфирина на остатки тирозина, находящиеся на поверхности молекулы, которые превращаются в феноксильные радикалы и отнимают электроны от субстрата [48].

Химические превращения, связанные с пероксидазным циклом, чрезвычайно разнообразны, так как основной продукт активности пероксидаз — феноксильные радикалы (PhO•), вступающие в спонтанные реакции (рис. 1). Наиболее изученная из них — тушение феноксильных радикалов в результате их димеризации и олигомеризации, которое приводит к образованию окислительных фенольных сшивок либо лигнина. Феноксильные радикалы восстанавливаются, окисляя аскорбиновую кислоту (АК) или НАД(Ф)·Н. Поэтому если в реакционной среде присутствует АК (или НАД(Ф)·Н), то окисляется только она, а фенолы выполняют роль кофакторов аскорбатпероксидазной реакции (рис. 2). Феноксильные радикалы могут вступать в реакцию диспропорционирования, приводящую к восстановлению одного радикала за счет более глубокого окисления другого. Особой сложностью отличаются спонтанные реакции, возникающие в смеси фенольных соединений. Одни фенольные вещества в форме своих феноксильных радикалов выступают посредниками окисления других фенольных веществ, которые напрямую пероксидазой не окисляются.

ПО проявляют не только пероксидазную, но и оксидазную активность, сопряженную с генерацией АФК: O2•–, Н2О2 и HO• (рис. 1). Эта активность обусловлена двумя важнейшими факторами. Во-первых, тем, что некоторые субстраты ПО, окисляясь до свободных радикалов, далее спонтанно окисляются молекулярным кислородом и генерируют O2•–. Во-вторых, тем, что в присутствии сильных восстановителей или O2•– фермент переходит в форму Соединения III — Е(О2•–), возвращение из которой в основное состояние сопряжено с образованием Н2О2 и HO•.

В опытах in vitro наибольшую оксидазную активность ПО проявляют по отношению к НАД(Ф)·Н, который в присутствии Mn2+ и фенольных кофакторов окисляется в соответствии со следующим суммарным уравнением: НАД(Ф)·Н + О2 → НАД(Ф) + Н2О2. Пероксидазы могут генерировать АФК, окисляя ИУК, ароматические моноамины, глиоксалевую, дигидроксифумаровую и салициловую кислоты, хитоолигосахариды, цистеин, жирные кислоты [36, 49], однако в количествах ничтожных по сравнению с теми, которые образуются при окислении НАД(Ф)·Н. Оксидазную реакцию с образованием АФК могут вызывать также некоторые фенольные соединения, например ацетосирингон [50, 51].

Чрезвычайно важна способность ПО вырабатывать НО• (рис. 1). Взаимодействуя в форме Соединения III с Н2О2, они фактически проводят реакцию Хабера-Вайса: Е(О2•–) + Н2О2  → Е + О2  + НО• + ОН–  [52].

Получены многочисленные доказательства участия ПО в реакции окислительного взрыва в ответ на атаку фитопатогенов [36, 53], хотя природа восстановителей, которые используются для образования АФК, остается неопределенной.

Для понимания функций ПО важно знать, в каких микродоменах клеточных стенок они локализованы. Так, при формировании поясков Каспари в клетках эндодермы корня лигнификация затрагивает только радиальные и поперечные клеточные стенки, но не тангенциальные. У арабидопсиса в области образования поясков Каспари с помощью особых трансмембранных белков собираются участники этого процесса: НАДФ·Н-оксидаза плазмалеммы, СОД и ПО (Atprx64) клеточной стенки [54]. Таким образом, локализуется образование Н2О2 и его использование для синтеза лигнина. Ионные связи с пектинами могут поддерживаться благодаря кластерам остатков аргинина, имеющимся у некоторых ПО, например у prx32/34/37/38 арабидопсиса [28]. Особенно важна локализация тех ПО, которые участвуют в генерации НО•, так как он практически не диффундирует.

Связь скорости роста клеток с активностью ПО клеточных стенок изучалась на протяжении многих десятилетий. Постепенное торможение растяжения клеток в зонах роста осевых органов — побегов и корней — обычно сопровождается значительным увеличением пероксидазной активности. Торможению роста в условиях стресса также часто сопутствует увеличение активности ПО. Их участие в торможении роста объясняется катализом образования поперечных окислительных мостиков и лигнина [55].

Вместе с тем, есть ПО, локализованные в быстро растягивающихся клеточных стенках. Такие ПО были выявлены при анализе протеома клеточных стенок кончиков корней кукурузы [29]. У формирующихся волосков семян хлопчатника наблюдается положительная корреляция между скоростью роста, образованием АФК и активностью ПО GhPOX1 [24]. Ингибитор ПО — салицилгидроксамовая кислота — тормозит элонгацию волосков и образование АФК. В поддержании роста корней арабидопсиса, по-видимому, участвуют prx33 и 34 [56]. Мутанты по этим ПО, способным вырабатывать АФК, имеют короткие корни, а у сверхэкспрессоров корни длиннее, чем у растений дикого типа.

 

МЕТАБОЛИЗМ АСКОРБИНОВОЙ КИСЛОТЫ 

Аскорбиновая кислота — единственный представитель «большой тройки» биологических восстановителей (НАД(Ф)·Н, глутатион, аскорбат), содержащийся в клеточных стенках в значительных количествах. В апопласте локализовано 2 – 8% суммарного аскорбата клеток, и его концентрация составляет 0.1 – 1 мМ [32, 57]. Таким образом, уровень аскорбата в апопласте примерно в сто раз ниже, чем в цитоплазме и пластидах (10 – 20 мМ), и ниже, чем в целом в гомогенате растительных тканей (1 – 3 мМ). Внутри клеток около 90% аскорбата находится в восстановленной форме (АК), в то время как в клеточных стенках отношение АК к дегидроаскорбату (ДАК) очень сильно колеблется: от 0 до 60 – 70%. В среде, содержащей АК и ДАК, всегда присутствует монодегидроаскорбиновая кислота (МДАК), как результат протекания спонтанной реакции диспропорционирования: АК + ДАК ↔ 2 МДАК. Равновесие этой реакции сильно сдвинуто влево (Кeq=10-8), и поэтому концентрация МДАК не превышает 0.1 мкМ.

Восстановленная АК поступает в клеточную стенку при участии специфических переносчиков, из которых наиболее изучен ДАК/АК обменник [58]. В клеточных стенках АК окисляется при участии ПО, АПО, АО, а также неферментативно, под действием Fe3+, Cu2+, АФК (рис. 2).

Наименее значителен вклад АПО. Эти гемовые пероксидазы I класса не имеют признаков белков клеточных стенок: они не гликозилированы и у них отсутствует сигнальный N-пептид. Тем не менее, как уже отмечалось, они часто оказываются в протеоме клеточных стенок. Они обнаруживаются там и энзиматическими методами [59], с учетом следующих особенностей АПО, позволяющих отличить их от ПО. Во-первых, АПО необратимо инактивируются даже микроколичествами Н2О2, если в среде отсутствует АК. Поэтому для их выявления в экстрагирующие буферы включают аскорбат. Во-вторых, они ингибируются тиольными реагентами, например парахлормеркурибензоатом [60].

Активность АПО в клеточных стенках ничтожна по сравнению с активностью ПО, способных интенсивно окислять АК при посредстве феноксильных радикалов [61]. Таким образом, триада АК–фенолы–ПО проявляет активность АПО и удаляет Н2О2 из апопласта (рис. 2). Кроме того, АК препятствует окислению фенолов и тем самым лигнификации и наведению фенольных окислительных мостиков между полимерами стенки [62 — 64].

Существенный вклад в метаболизм аскорбата в клеточных стенках вносит АО (рис. 2). Это гомодимер, его субъединицы гликозилированы, имеют сигнальный N-пептид и кластер из 4 ионов меди, удерживаемых в обогащенных гистидином сайтах. АО обнаружена у многих растений, но наиболее активна у тыквенных и пасленовых. 

Важнейшие доказательства участия апопластного аскорбата в регуляции растяжения клеток получены в результате изучения активности АО. Она максимальна во время растяжения клеток суспензионной культуры табака [65], увеличивается при гравистимуляции корней арабидопсиса [66]. Кроме того, активность АО и экспрессия кодирующих ее генов многократно возрастают под действием ИУК [67]. 

Рассматриваются следующие возможные механизмы связи АО с ростом растяжением:

1. Фермент снижает уровень О2 в апопласте и тем самым скорость протекания окислительных реакций, включая реакции, приводящие к образованию АФК. Доказательством данной функции служит повышенная активность АО в азотфиксирующих клубеньках [68].

2. Образующийся в аскорбатоксидазной реакции МДАК может восстанавливаться за счет цитоплазматической АК (рис. 2) при участии цитохрома b561 плазмалеммы [58]. Таким образом, МДАК играет роль акцептора электронов. Известно, что МДАК вызывает устойчивую гиперполяризацию плазмалеммы, связанную с активацией протонной помпы и входом K+ в клетки [69, 70].

3. 3)Активность АО приводит к накоплению ДАК и снижению отношения АК/ДАК [58]. ДАК предположительно может взаимодействовать с остатками лизина и аргинина в составе белков, окислять SH-группы.  ДАК спонтанно гидролизуется и окисляется с образованием треоновой и щавелевой кислот. Накопление щавелевой кислоты в клеточных стенках приводит к хелатированию кальция и, таким образом, к удалению его из структуры стенки. Кроме того, в процессе окисления ДАК образуется ряд химически активных промежуточных соединений [71]. Отношение АК/ДАК, по-видимому, влияет на степень восстановленности SH-групп у редокс-чувствительных белков, например у CRK плазмалеммы, и таким образом может играть сигнальную роль в регуляции роста [58].

Сравнение динамики содержания в клеточных стенках окисленного и восстановленного аскорбата с динамикой роста клеток показало, что во время растяжения, как правило, повышено суммарное содержание аскорбата в апопласте и снижено отношение АК/ДАК, то есть в апопласте относительно много ДАК, а также МДАК [58, 65]. Известно, что обработка растущих тканей АК либо не влияет на растяжение, либо его угнетает [72]. Стимуляция наблюдается только в тех случаях, когда АК быстро окисляется, например в присутствии Cu2+ или Н2О2 [70, 73].

В целом, среди множества гипотез, объясняющих роль апопластного аскорбата в регуляции роста, наиболее обоснованы следующие:

1) АК препятствует окислению фенолов гваяколпероксидазами;

2) МДАК вызывает энергизацию плазматической мембраны;

3) АК восстанавливает Fe3+ и Cu2+, способствуя протеканию реакции Фентона и генерации НО•;

4) отношение АК/ДАК воспринимается редокс-чувствительными рецепторами плазматической мембраны как сигнал, регулирующий скорость роста.

 

ОКСАЛАТОКСИДАЗЫ 

Наиболее изучены оксалатоксидазы (ОО) клеточных стенок злаков, у которых они особенно активны на ранних стадиях прорастания и поэтому были названы джерминами [74]. У всех растений, включая злаковых, есть джерминоподобные белки, функции которых остаются слабо изученными. Джермины — гомогексамеры, их субъединицы гликозилированы, содержат Mn2+ и имеют сигнальный N-пептид. Хотя экспрессия джерминовых генов служит ярким маркером начала прорастания злаков, активность джерминов локализована не в зонах роста, а в покровных и проводящих тканях, в дифференцированных участках корня. Активность ОО повышается в условиях стресса, например при засолении, атаке фитопатогенными грибами. Они участвуют в реакции окислительного взрыва и сверхчувствительности. Вырабатываемый ими Н2О2 может использоваться пероксидазами (рис. 2), например, для образования диферулатов, приводящего к торможению роста побегов пшеницы [75]. С другой стороны, ОО способствуют поддержанию роста корней кукурузы в условиях засоления [18].

 

НАД(Ф)·Н-ОКСИДАЗЫ ПЛАЗМАТИЧЕСКОЙ МЕМБРАНЫ

Давно известна способность растительных клеток восстанавливать непроникающие в клетки акцепторы электронов, наиболее изученная на примере феррицианида — хелатированного Fe3+. Она связана со способностью плазмалеммы окислять НАД·Н и НАДФ·Н. Однако белковые компоненты НАД(Ф)·Н-феррицианидредуктаз до сих пор не идентифицированы, несмотря на интенсивные исследования этой активности в 1980-90-ые годы. 

У растений окисление НАД(Ф)·Н  может происходить не только на внутренней, но и на внешней стороне плазмалеммы. Описана экто-НАД(Ф)·Н-оксидазная активность, отличная от НАД(Ф)·Н-оксидазной активности ПО. Она не чувствительна к цианиду, ингибирующему ПО, и не связана с образованием АФК [76]. Экто-НАД(Ф)·Н-оксидазная активность особенно высока у растягивающихся клеток и стимулируется ауксинами, однако ее молекулярные носители не выявлены. У плазмалеммы растений недавно обнаружена хинонредуктазная активность, сопряженная с образованием O2•–. Эта активность подробно не изучена. Кроме того, не доказано наличие хинонов в составе плазмалеммы [49].

На молекулярном уровне наиболее полно охарактеризована НАД(Ф)·Н-оксидаза, генерирующая O2•– (рис. 1). Она гомологична каталитической субъединице gp91phox НАДФ·Н-оксидазного белкового комплекса плазматической мембраны нейтрофилов млекопитающих, с помощью которого происходит «окислительный взрыв» при встрече с чужеродными клетками. Фермент нейтрофилов проявляет строгую специфичность к НАДФ·Н; у растений его энзиматические характеристики мало изучены и есть основание полагать, что фермент предпочитает НАД·Н [52]. НАД(Ф)·Н-оксидаза растений представляет собой интегральный мембранный флавогемопротеин, полипептидная цепь которого шесть раз пересекает мембрану. НАД(Ф)·Н-оксидаза при посредстве входящих в ее состав ФАД и двух цитохромов b558 осуществляет трансмембранный перенос электронов от НАД(Ф)·Н, окисляемого на цитоплазматической поверхности мембраны, на молекулярный кислород, восстанавливаемый до O2•– на поверхности, обращенной в клеточную стенку [44]. 

Функции НАД(Ф)·Н-оксидазы плазмалеммы растений не ограничены участием в реакции окислительного взрыва. У арабидопсиса НАД(Ф)·Н-оксидаза кодируется 10 генами RBOH (respiratory burst oxidase homologs), участвующих в защитных реакциях, лигнификации, суберинизации, закрывании устьиц, регуляции роста. Так, активность AtRBOH-C необходима для создания Ca2+ градиента в кончиках корневых волосков на ранних стадиях их формирования [23]. Ту же функцию выполняют AtRBOH-H и AtRBOH-J в кончиках растущих пыльцевых трубок [77]. Активность AtRBOH-D и AtRBOH-F нужна для выработки АФК в условиях стресса, а также для АБК-зависимого закрывания устьиц [44]. В лигнификации сосудов ксилемы участвует AtRBOH-E [78], а в образовании поясков Каспари в эндодерме корней — AtRBOH-F [54]. В зоне растяжения корня повышена экспрессия генов AtRBOH-A/G/I [44].

О роли НАД(Ф)·Н-оксидаз в тех или иных процессах часто судят с помощью ингибиторного анализа, используя дифениленйодониум — ингибитор флавиновых ферментов. НАД(Ф)·Н-оксидазы значительно более чувствительны к этому ингибитору, чем ФАД-зависимые аминоксидазы клеточных стенок [16]. Ингибиторный анализ показал, что НАД(Ф)·Н-оксидазы участвуют в процессах лигнификации, суберинизации, окислительного взрыва у многих растений [78], нужны для роста волосков хлопчатника [24], гипокотилей сои [52].

ПОЛИАМИНЫ И АМИНОКСИДАЗЫ 

Полиамины — обладающие восстановительной активностью поликатионы — содержатся в первичных клеточных стенках в концентрации 0.1 – 0.5 мМ [16, 79]. Среди них преобладают спермин, спермидин и путресцин. Их связь с клеточной стенкой поддерживается посредством ионного взаимодействия с кислым пектином, из которого они вытесняют Ca2+ и, таким образом, разрушают его Ca2+-зависимую жесткую конформацию [79, 80]. Кроме того, они образуют амидные связи с фенольными кислотами — феруловой и кумаровой. Известно, что в молодых тканях полиаминов больше, чем в зрелых. Однако эта закономерность, по-видимому, не затрагивает клеточные стенки, в которых содержание полиаминов с возрастом либо не меняется [79, 80], либо увеличивается [81].

В клеточных стенках полиамины окисляются с помощью аминоксидаз [31]. Cu2+-зависимые аминоксидазы окисляют первичные аминогруппы, проявляют наибольшую активность к диамину путресцину и поэтому часто именуются диаминоксидазами — ДАО (рис. 3). Активность этих ферментов значительно выше в клеточных стенках двудольных растений, чем однодольных. Особенно много ДАО у бобовых. 

ФАД-зависимые аминоксидазы, или полиаминоксидазы (ПАО), окисляют вторичные аминогруппы и поэтому их субстратами являются спермидин и спермин, но не путресцин. ПАО наиболее активны у злаковых. 

Продукты активности этих ферментов — Н2О2, γ-аминобутаналь, а также аммиак (у ДАО) или диаминопропан (у ПАО) (рис. 3). Аминобутаналь спонтанно циклизуется в 1-пирролин, в результате окисления которого образуется γ-аминомасляная кислота (γ-АМК). Обычно в апопласте обнаруживают лишь микроколичества γ-АМК. Однако при стрессах ее концентрация достигает 3 мМ [82]. Любопытно, что в концентрациях ниже 0.5 мМ γ-АМК может стимулировать рост [83], а в более высоких (1–10 мМ) — ингибировать [84].

Большинство работ, посвященных функциям аминоксидаз клеточных стенок, апеллирует к их способности вырабатывать Н2О2. Доказано участие аминоксидаз в процессах лигнификации и суберинизации, в реакции окислительного взрыва [31], в этилен-зависимом закрывании устьиц [85], в инсолюбилизации структурного белка экстенсина, связанной с образованием дитирозиновых мостиков [86].

Есть примеры отрицательной корреляции между активностью аминоксидаз и скоростью роста. Так, при торможении роста мезокотилей кукурузы красным светом происходит увеличение активности ПАО, а под действием ауксина — снижение [87]. 

Имеются также доказательства положительной корреляции активности этих ферментов с ростом. Например, поддержание растяжения листьев кукурузы в условиях засоления зависит от О2•– и НО•, в образовании которых участвуют ПАО [16]. В зонах активного роста регистрируется высокая активность фракции ПАО, легко экстрагируемой из клеточных стенок. Это показано на корнях [88] и мезокотилях [17] кукурузы. У проростков сои обнаружена очень тесная взаимосвязь роста растяжением клеток и активности ДАО [89]. Она наблюдается в зонах роста корня и гипокотиля, а также во время реакции распрямления подсемядольного колена, зависящей от высокой активности ДАО в его нижней, быстро растущей половине. Таким образом, аминоксидазы, как и ПО, участвуют в реакциях, способных сильно и разнонаправленно влиять на рост. 

 

ГЛУТАТИОН 

В клетках животных удаление Н2О2 в значительной степени обеспечивается глутатионпероксидазным циклом и восстановленный глутатион (GSH) рассматривается как важнейший водорастворимый антиоксидант. У растений активность глутатионпероксидаз низкая и антиоксидантная роль GSH выражается главным образом в его участии в аскорбат-глутатионовом цикле в качестве субстрата дегидроаскорбатредуктазы [90]. Глутатион необходим для детоксикации ксенобиотиков и тяжелых металлов. Он является запасной и транспортной формой восстановленной серы. Его содержание в клетках растений многократно превышает содержание всех других тиольных (SH-содержащих) соединений и составляет 3–10 мМ в цитоплазме, органеллах клетки, флоэмном соке [91]. Глутатион участвует в регуляции активности редокс-чувствительных белков, SH-группы которых легко подвергаются обратимому окислению. Среди них есть ферменты (например, протеинфосфатазы и протеинкиназы), обогащенные цистеином рецептороподобные протеинкиназы (CRK), факторы транскрипции, ионные каналы, протонные помпы [92].

Интерес к SH-обмену в апопласте возник очень давно. Так, вскоре после открытия первых связанных с клеточными стенками белков — экстенсинов — D. Lamport [93] писал, что проблема регуляции роста ауксином сводится к объяснению того, как ауксин восстанавливает мобильные дисульфидные мостики экстенсина. Позднее выяснилось, что цистеина в составе экстенсинов нет, зато в клеточных стенках есть другие белки, обогащенные цистеином.

Первые убедительные доказательства присутствия глутатиона в апопласте были получены в результате изучения γ-глутамильного цикла, участвующего в рециклизации глутатиона. В клетках дрожжей и млекопитающих фермент этого цикла γ-глутамилтрансфераза/транспептидаза (GGT) находится на внешней стороне плазматической мембраны. Таким образом, для замыкания γ-глутамильного цикла глутатион должен выходить в экстраклеточный матрикс [94]. У растений этот цикл замыкается через апопласт, в котором сосредоточены GGT (рис. 4). Активность GGT была обнаружена в клеточных стенках целого ряда растений (редька, лук, томат, ячмень, кукуруза, арабидопсис) и подробно описана в корнях ячменя [95, 96],  во всех органах и на всех стадиях развития арабидопсиса [37, 94, 97].

У арабидопсиса имеется три гомологичные GGT, из которых две — GGT1 и GGT2 — находятся в клеточной стенке, одна — GGT3 — в вакуоли. GGT1 отвечает почти за 80 – 90% суммарной γ-глутамилтрансферазной активности клеток [97]. Это гликопротеин, извлекаемый из клеточных стенок 1М NaCl. Под действием GGT глутатион распадается на Глу и дипептид Цис-Гли, который далее гидролизуется с помощью малоизученной дипептидазы. Образовавшиеся аминокислоты легко реабсорбируются клетками (рис. 4). GGT также способна проявлять транспептидазную активность, перенося остаток Глу от глутатиона не на воду, а на α-NH2 других аминокислот или ди- и трипептидов [94]. GGT активна по отношению к окисленному и восстановленному глутатиону, а также к его конъюгатам [95].

Концентрация глутатиона в гомогенатах листьев обычно составляет 0.3 – 0.4 мМ. Известно, что он неравномерно распределен между компартментами клеток. Его концентрация самая высокая в митохондриях, минимальная — в вакуолях и апопласте. Так, субклеточный уровень глутатиона в листьях арабидопсиса следующий: митохондрии — 9 – 10 мМ, ядро — 6 – 10 мМ, цитозоль и пероксисомы — 3 – 5 мМ, хлоропласты — 1 – 1.5 мМ, вакуоли — 0.01 – 0.14 мМ [98]. В клеточных стенках листьев арабидопсиса концентрация глутатиона не превышает 0.03 мМ [32, 97]. Особенно мало в апопласте восстановленного глутатиона: его лишь в 2–3 раза больше, чем окисленного, тогда как внутри клеток глутатион восстановлен более чем на 95%. Поступление глутатиона в клеточные стенки происходит при участии олигопептидного транспортера, способного переносить восстановленный и окисленный глутатион, а также его конъюгаты [90]. 

Лишение растений GSH посредством полного подавления участвующих в его биосинтезе синтетаз вызывает гибель на зародышевой стадии развития. Многократное снижение скорости биосинтеза GSH в клетках, например у мутанта арабидопсиса rml1 (rootmeristemless 1), пагубно сказывается на функционировании апикальной меристемы корня, формировании латеральных корней, полярном транспорте ауксина. Менее значительное подавление биосинтеза GSH обычно не имеет фенотипического проявления [91]. Повышение уровня GSH посредством сверхэкспрессии гена, кодирующего γ-глутамилцистеинсинтетазу, которая лимитирует биосинтез GSH в клетках, обычно слабо влияет на растения в нормальных условиях, но повышает их стресс-устойчивость. Неизвестно, как влияет биосинтез GSH, локализованный преимущественно в пластидах, на состояние глутатиона в апопласте. Поэтому изучение мутантов и трансгенных растений с измененной активностью γ-глутамилцистеинсинтетазы и глутатионсинтетазы не позволяет судить о физиологическом значении апопластного глутатиона.

Повысить содержание глутатиона в апопласте можно посредством экзогенной обработки. Экзогенный GSH обычно оказывает негативное влияние на растения. Он приводит к усилению образования АФК в клетках и к торможению роста. Например, это наблюдается у корней ячменя, погруженных в 6 – 10 мМ раствор глутатиона [96]. Обработка глутатионом проростков арабидопсиса также приводила к окислительному стрессу и торможению роста [99]. При этом наблюдалось подавление экспрессии генов, участвующих в детоксикации АФК, а также генов, необходимых для поддержания роста, в частности для биосинтеза клеточной стенки.

На содержание глутатиона в апопласте влияет GGT. Преобладающая у арабидопсиса GGT1 наиболее сильно экспрессирована в быстро растущих проростках [94]. В зрелых органах она сосредоточена в проводящих тканях, особенно во флоэме. В листьях мутанта ggt1 на 90% подавлена активность GGT [97]. Это не сказывается на балансе глутатиона в целых клетках, но в несколько раз увеличивает его содержание в апопласте [32, 97, 100]. Мутантные растения имеют мелкие листья, которые быстрее желтеют и стареют вследствие окислительного стресса, выражающегося, в частности, в высокой скорости перекисного окисления липидов [97]. По-видимому, как ответ на окислительный стресс, у мутанта ggt1 увеличена активность ферментов антиоксидантной защиты [37]. Протеомный анализ показал, что этот эффект распространяется и на апопласт, в котором увеличивается содержание СОД и ПО (prx34), участвующей в выработке Н2О2 [32]. О необходимости GGT для нормального развития свидетельствует неспособность семян арабидопсиса прорастать в присутствии ингибитора GGT — ацивицина [94]. 

Таким образом, апопластный глутатион может влиять на рост и развитие растений, и это влияние проявляется на уровне экспрессии генов. Предполагается, что оно достигается посредством регуляции активности каких-то редокс-чувствительных белков, локализованных в апопласте либо в плазматической мембране. Однако динамика окисленного и восстановленного глутатиона в апопласте растущих клеток, а также мишени его активности не изучены. 

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В течение многих десятилетий скорость растяжения растительных клеток рассматривается как функция растяжимости клеточных стенок. Очевидно, что регуляция растяжимости осуществляется посредством секреции и различных биохимических и физико-химических процессов, протекающих в самих клеточных стенках. Метаболизм клеточных стенок имеет катаболическую направленность, и в них преобладает гидролиз и окисление органических молекул. Долгое время в центре внимания находились гидролитические и физико-химические процессы. Окисление рассматривалось только в аспекте образования окислительных поперечных связей между полимерами —  непрерывно протекающего процесса, снижением скорости которого можно увеличить растяжимость стенок, чему были получены многочисленные доказательства (рис. 1). Эти реакции зависят от содержания ПО, Н2О2 и фенольных субстратов: чем их меньше, тем больше растяжимость. 

В конце 20 века представления о редокс-метаболизме клеточных стенок обогатились и ситуация перестала выглядеть столь однозначной. Оказалось, что активный рост связан с интенсивным образованием в клеточных стенках АФК. Особенно четко просматривалась прямая связь скорости роста со скоростью образования O2•–  и HO•. Эти АФК возникают на пути восстановления молекулярного кислорода. Но какие для этого имеются восстановители? До сих пор отсутствуют прямые и надежные доказательства наличия в клеточных стенках НАД(Ф)·Н. Однако благодаря НАД(Ф)·Н-оксидазной активности плазматической мембраны для выработки O2•– в клеточных стенках привлекается восстановительный потенциал цитоплазмы (рис. 1). 

Доказано, что ПО также вырабатывают АФК, хотя остается открытым вопрос о том, какие восстановители они для этого используют [36]. Основные субстраты ПО — фенольные соединения, которые не возбуждают, а тушат свободнорадикальные реакции. Лишь недавно было обнаружено, что при взаимодействии некоторых феноксильных радикалов между собой могут образовываться сильные окислители [50, 51]. Кроме того, в последние годы рассматривается возможность взаимодействия ПО с НАДФ·Н-оксидазой и СОД в регуляции редокс-процессов (рис. 1). Причем, результатом их совместного действия может быть как возбуждение, так и тушение свободнорадикальных процессов. 

Для образования Н2О2 в клеточных стенках также используется восстановительная активность оксалата и полиаминов как субстратов оксалатоксидаз и аминоксидаз, соответственно (рис. 2 и 3). Любопытно, что все эти ферменты, участвующие в генерации АФК, могут как ускорять, так и тормозить рост. Если Н2О2 расходуется в пероксидазном цикле ПО на образование окислительных поперечных связей между полимерами, то активность вырабатывающих Н2О2 ферментов приводит к торможению роста (рис. 1). С другой стороны, если Н2О2 участвует в реакции Хабера-Вайса (O2•– + Н2О2 → O2 + НО• + ОН–), катализируемой ПО или металлами с переменной валентностью (Fe, Cu), то растяжимость клеточных стенок возрастает. В этой реакции очень важной может оказаться роль АК — еще одного восстановителя, имеющегося в клеточной стенке. АК способна напрямую восстанавливать Fe3+ и Cu2+ (рис. 2) и таким образом вызывать реакцию Фентона, ускоряющую протекание реакции Хабера-Вайса. Однако прооксидантная роль АК в клеточных стенках не доказана, в отличие от ее антиоксидантной роли: АК тормозит окисление фенолов пероксидазами (рис. 2) и тем самым препятствует образованию лигнина и окислительных поперечных связей между полимерами. 

В последние годы обнаружены новые участники редокс-обмена клеточных стенок — глутатион и редокс-чувствительные белки. Предполагается, что они нужны для редокс-сигнализации, влияющей на скорость роста клеток. В этой связи любопытно, что в клеточных стенках обнаружены не только глутатион, но и глутаредоксин и тиоредоксин, регулирующие восстановление SH-групп белков. В редокс-сигнализации важную роль, по-видимому, играет соотношение АК/ДАК в апопласте. Таким образом, многочисленные данные доказывают, что редокс-реакции в апопласте оказывают сильное влияние на скорость роста клеток, но конкретные механизмы, которыми это влияние достигается, остаются не изученными. Неясно, как регулируется соотношение про- и антиоксидантных активностей основных участников редокс-метаболизма, как в клеточных стенках формируются и рецептируются редокс-сигналы.

Работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований (№ 14-04-01624).

 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Dong W., Kieliszewski M., Held M.A. Identification of the pI 4.6 extensin peroxidase from Lycopersicon esculentum using proteomics and reverse-genomics // Phytochemistry. 2015. V.112. P. 151–159.

2.  Lamport D.T.A., Kieliszewski M.J., Chen Y., Cannon M.C. Role of the extensin superfamily in primary cell wall architecture // Plant Physiol. 2011. V. 156. P. 11–19.

3. Parvez M.M., Wakabayashi K., Hoson T., Kamisaka S. White light promotes the formation of diferulic acid in maize coleoptile cell walls by enhancing PAL activity // Physiol. Plant. 1997. V. 99. P. 39–48. 

4. Schopfer P., Lapierre C., Nolte T. Light-controlled growth of the maize seedling mesocotyl: Mechanical cell-wall changes in the elongation zone and related changes in lignification // Physiol. Plant. 2001. V. 111. P. 83–92.  

5. Hoson T., Wakabayashi K. Role of the plant cell wall in gravity resistance // Phytochemistry. 2015. V. 112. P. 84–90.

6. Uddin M.N., Hanstein S., Faust F., Eitenmüller P.T., Pitann B., Schubert S. Diferulic acids in the cell wall may contribute to the suppression of shoot growth in the first phase of salt stress in maize // Phytochemistry. 2014. V. 102. P. 126–136.

7. Sax K. The stimulation of plant growth by ionizing radiation // Radiat. Bot. 1963. V. 3. P. 179–186. 

8. Schopfer P. Hydroxyl radical-induced cell wall loosening in vitro and in vivo: implications for the control of elongation growth // Plant J. 2001. V. 28. P. 679–688. 

9. Liszkay A., van der Zalm E., Schopfer P. Production of reactive oxygen intermediates (О2•–, Н2О2, and ·OH) by maize roots and their role in wall loosening and elongation growth // Plant Physiol. 2004. V. 136. P. 3114–3123.

10. Tabbı̀ G., Fry S.C., Bonomo R.P. ESR study of the non-enzymic scission of xyloglucan by an ascorbate–H2O2–copper system: the involvement of the hydroxyl radical and the degradation of ascorbate // J. Inorg. Biochem. 2001. V. 84. P. 179-187. 

11. Fry S.C., Dumville J.C., Miller J.G. Fingerprinting of polysaccharides attacked by hydroxyl radicals in vitro and in the cell walls of ripening pear fruit // Biochem. J. 2001. V. 357. P. 729–735.

12. Müller K., Linkies A., Vreeburg R.A.M., Fry S.C., Krieger-Liszkay A., Leubner-Metzger G. In vivo cell wall loosening by hydroxyl radicals during cress seed germination and elongation growth // Plant Physiol. 2009. V. 150. P. 1855–1865.

13. Cohen M.F., Gurung S., Fukuto J.M., Yamasaki H. Controlled free radical attack in the apoplast: A hypothesis for roles of O, N and S species in regulatory and polysaccharide cleavage events during rapid abscission by Azolla // Plant Sci. 2014. V. 217–218. P. 120–126.

14. Schopfer P., Liszkay A., Bechtold M., Frahry G., Wagner A. Evidence that hydroxyl radicals mediate auxin-induced extension growth // Planta. 2002. V. 214. P. 821–828.

15. Rodriguez A.A., Grunberg K.A., Taleisnik E.L. Reactive oxygen species in the elongation zone of maize leaves are necessary for leaf extension // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 1627–1632.

16. Rodriguez A.A., Maiale S.J., Menéndez A.B., Ruiz O.A. Polyamine oxidase activity contributes to sustain maize leaf elongation under saline stress // J. Exp. Bot. 2009. V. 60. P. 4249–4262. 

17. Шарова Е.И., Билова Т.Е., Медведев С.С. Аксиальное изменение свойств апопласта в зоне растяжения мезокотиля кукурузы // Физиология растений. 2012. Т. 59. С. 610–618.

18. Voothuluru P., Sharp R.E. Apoplastic hydrogen peroxide in the growth zone of the maize primary root under water stress. I. Increased levels are specific to the apical region of growth maintenance // J. Exp. Bot. 2013. V. 64. P. 1223–1233.

19.  Joo J.H., Yoo H.J., Hwang I., Lee J.S., Nam K.H., Bae Y.S. Auxin-induced reactive oxygen species production requires the activation of phosphatidylinositol 3-kinase // FEBS Lett. 2005. V. 579. P. 1243–1248.

20. Kranner I., Roach T., Beckett R.P., Whitaker C., Minibayeva F.V. Extracellular production of reactive oxygen species during seed germination and early seedling growth in Pisum sativum // J. Plant Physiol. 2010. V. 167. P. 805–811.

21. Causin H.F., Roqueiro G., Petrillo E., Láinez V., Pena L.B., Marchetti C.F., Gallego S.M., Maldonado S.I. The control of root growth by reactive oxygen species in Salix nigra Marsh. seedlings // Plant Sci. 2012. V.183. P. 197–205.

22. Foreman J., Demidchik V., Bothwell J.H.F., Mylona P., Miedema H., Torres M.A., Linstead P., Costa S., Brownlee C., Jones J.D.G., Davies J.M., Dolan L. Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate plant cell growth // Nature. 2003. V. 422. P. 442–446.

23. Monshausen G.B., Bibikova T.N., Messerli M.A., Shi C., Gilroy S. Oscillations in extracellular pH and reactive oxygen species modulate tip growth of Arabidopsis root hairs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 20996–21001.

24. Mei W., Qin Y., Song W., Li J., Zhu Y. Cotton GhPOX1 encoding plant class III peroxidase may be responsible for the high level of reactive oxygen species production that is related to cotton fiber elongation // J. Genet. Genomics. 2009. V. 36. P. 141–150.

25. Krause C., Richter S., Knöll C., Jürgens G. Plant secretome — From cellular process to biological activity // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V.1834. P. 2429–2441.

26. Drakakaki G., Dandekar A. Protein secretion: How many secretory routes does a plant cell have? // Plant Sci. 2013. V. 203–204. P. 74–78.

27. Albenne C., Canut H., Jamet E. Plant cell wall proteomics: the leadership of Arabidopsis thaliana // Front. Plant Sci. 2013. V. 4: 111. doi: 10.3389/fpls.2013.00111.

28. Francoz E., Ranocha P., Nguyen-Kim H., Jamet E., Burlat V., Dunand C. Roles of cell wall peroxidases in plant development // Phytochemistry. 2015. V.112. P. 15–21.

29. Zhu J., Alvarez S., Marsh E.L., LeNoble M.E., Cho I.-J., Sivaguru M., Chen S., Nguyen H.T., Wu Y., Schachtman D.P., Sharp R.E. Cell wall proteome in the maize primary root elongation zone. II. Region-specific changes in water soluble and lightly ionically bound proteins under water deficit // Plant Physiol. 2007. V. 145. P. 1533–1548.

30. Pechanova O., Hsu C.-Y., Adams J.P., Pechan T., Vandervelde L., Drnevich J., Jawdy S., Adeli A., Suttle J.C., Lawrence A.M., Tschaplinski T.J., Séguin A., Yuceer C. Apoplast proteome reveals that extracellular matrix contributes to multistress response in poplar // BMC Genomics. 2010. V.11: 674. doi: 10.1186/1471-2164-11-674

31. Angelini R., Cona A., Federico R., Fincato P, Tavladoraki P., Tisi A. Plant amine oxidases “on the move”: An update // Plant Physiol. Biochem. 2010. V. 48. P. 560–564.

32. Trentin A.R., Pivato M., Mehdi S.M.M., Barnabas L.E., Giaretta S., Fabrega-Prats M., Prasad D., Arrigoni G., Masi A. Proteome readjustments in the apoplastic space of Arabidopsis thaliana ggt1 mutant leaves exposed to UV-B radiation // Front. Plant Sci. 2015. V. 6: 128. doi: 10.3389/fpls.2015.00128.

33. Hadži-Tašković Šukalović V., Vuletić M., Marković K., Vučinić Ž. Cell wall-associated malate dehydrogenase activity from maize roots // Plant Sci. 2011. V.181. P. 465–470.

34. Lohaus G. Interaction between phloem transport and apoplastic solute concentrations // The apoplast of higher plants: compartment of storage, transport and reactions / Eds. Sattelmacher B., Horst W.J. Dordrecht: Springer, 2007. P. 323–336. 

35. Fan B., Carvalhais L.C., Becker A., Fedoseyenko D., von Wiren N., Borriss R. Transcriptomic profiling of Bacillus amyloliquefaciens FZB42 in response to maize root exudates // BMC Microbiology. 2012. V.12: 116. doi:10.1186/1471-2180-12-116. 

36. O’Brien J.A., Daudi A., Butt V.S., Bolwell G.P. Reactive oxygen species and their role in plant defence and cell wall metabolism // Planta. 2012. V. 236. P. 765–779.

37. Masi A., Trentin A.R., Agrawal G.K., Rakwal R. Gamma-glutamyl cycle in plants: a bridge connecting the environment to the plant cell? // Front. Plant Sci. 2015. V. 6: 252. doi:  10.3389/fpls.2015.00252

38. Bela K., Horváth E., Gallé Á., Szabados L., Tari I., Csiszár J. Plant glutathione peroxidases: Emerging role of the antioxidant enzymes in plant development and stress responses // J. Plant Physiol. 2015. V. 176. P. 192–201.

39. Lillig C.H., Berndt C., Holmgren A. Glutaredoxin systems // Biochim. Biophys. Acta. 2008. V. 1780. P. 1304–1317.

40. Zhang C.-J., Guo Y. OsTRXh1 regulates the redox state of the apoplast and influences stress responses in rice // Plant Signal. Behav. 2012. V. 7. P. 1–3.

41. Bhatt I., Tripathi B.N. Plant peroxiredoxins: Catalytic mechanisms, functional significance and future perspectives // Biotechnol. Adv. 2011. V. 29. P. 850–859.

42. Idänheimo N., Gauthier A., Salojärvi J., Siligato R., Brosché M., Kollist H., Mähönen A.P., Kangasjärvi J., Wrzaczek M. The Arabidopsis thaliana cysteine-rich receptor-like kinases CRK6 and CRK7 protect against apoplastic oxidative stress // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014. V. 445. P. 457–462.

43. Hopff D., Wienkoop S., Lüthje S. The plasma membrane proteome of maize roots grown under low and high iron conditions // J. Proteomics. 2013. V. 91. P. 605–618. 

44. Kaur G., Sharma A., Guruprasad K., Pati P. K. Versatile roles of plant NADPH oxidases and emerging concepts // Biotec. Adv. 2014. V. 32. P. 551–563.

45. Cosio C., Dunand C. Specific functions of individual class III peroxidase genes // J. Exp. Bot. 2009. V. 60. P. 391–408.

46. Ros Barceló A., Gómez Ros L.V., Carrasco A.E. Looking for syringyl peroxidases // Trends Plant Sci. 2007. V.12. P. 486–491.

47. Shigeto J., Nagano M., Fujita K., Tsutsumi Y. Catalytic profile of Arabidopsis peroxidases, AtPrx-2, 25 and 71, contributing to stem lignification // PLoS ONE. 2014. V. 9(8): e105332. doi:10.1371/journal.pone.0105332

48. Alfonso-Prieto M., Vidossich P., Rovira C. The reaction mechanisms of heme catalases: An atomistic view by ab initio molecular dynamics // Arch. Biochem. Biophys. 2012. V. 525. P. 121–130.

49. Kärkönen A., Kuchitsu K. Reactive oxygen species in cell wall metabolism and development in plants // Phytochemistry. 2015. V.112. P. 22–32.

50. Kukavica B., Mojović M., Vučinić Ž., Maksimović V., Takahama U., Veljović Jovanović S. Generation of hydroxyl radical in isolated pea root cell wall, and the role of cell wall-bound peroxidase, Mn-SOD and phenolics in their production // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 304–317. 

51. Baker C.J., Mock N.M., Whitaker B.D., Hammond R.W., Nemchinov L., Roberts D.P., Aver’yanov A.A. Characterization of apoplast phenolics: In vitro oxidation of acetosyringone results in a rapid and prolonged increase in the redox potential // Physiol. Mol. Plant Pathol. 2014. V. 86. P. 57–63.

52. Heyno E., Mary V., Schopfer P., Krieger-Liszkay A. Oxygen activation at the plasma membrane: relation between superoxide and hydroxyl radical production by isolated membranes // Planta. 2011. V. 234. P. 35–45.

53. Daudi A., Cheng Z., O'Brien J.A., Mammarella N., Khan S., Ausubel F.M., Bolwell G.P. The apoplastic oxidative burst peroxidase in Arabidopsis is a major component of pattern-triggered immunity // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 275–287. 

54. Lee Y., Rubio M.C., Alassimone J., Geldner N. A mechanism for localized lignin deposition in the endodermis // Cell. 2013. V. 153. P. 402–412.

55. Schopfer P. Hydrogen peroxide-mediated cell-wall stiffening in vitro in maize coleoptiles // Planta. 1996. V. 199. P. 43–49.

56. Passardi F., Tognolli M. De Meyer M. Penel C., Dunand C. Two cell wall associated peroxidases from Arabidopsis influence root elongation // Planta. 2006. V. 223. P. 965–974.

57. Ueda Y., Wu L., Frei M. A critical comparison of two high-throughput ascorbate analyses methods for plant samples // Plant Physiol. Biochem. 2013. V. 70. P. 418–423.

58. Pignocchi C., Foyer C.H. Apoplastic ascorbate metabolism and its role in the regulation of cell signalling // Curr. Opin. Plant Biol. 2003. V. 6. P. 379–389.

59. Castagna A., Ranieri A. Detoxification and repair process of ozone injury: From O3 uptake to gene expression adjustment // Environ. Pollut. 2009. V. 157. P. 1461–1469.

60. van Doorn W.G., Ketsa S. Cross reactivity between ascorbate peroxidase and phenol (guaiacol) peroxidase // Postharvest Biol. Tec. 2014. V. 95. P. 64–69.

61. Hadži-Tašković Šukalović V., Vuletić M., Vučinić Ž. Plasma membrane-bound phenolic peroxidase of maize roots: in vitro regulation of activity with NADH and ascorbate // Plant Sci. 2003. V. 165. P. 1429–1435.

62. Takahama U. Regulation of peroxidase-dependent oxidation of phenolics by ascorbic acid: different effects of ascorbic acid on the oxidation of coniferyl alcohol by the apoplastic soluble and cell wall-bound peroxidases from epicotyls of Vigna angularis // Plant Cell Physiol. 1993. V. 34. P. 809–817.

63. Sánchez M., Queijeiro E., Revilla G., Zarra I. Changes in ascorbic acid levels in apoplastic fluid during growth of pine hypocotyls. Effect on peroxidase activities associated with cell walls // Physiol. Plant. 1997. V. 101. P. 815–820. 

64.  Padu E. Apoplastic peroxidases, ascorbate and lignification in relation to nitrate supply in wheat stem // J. Plant Physiol. 1999. V. 154. P. 576–583.

65. Kato N., Esaka M. Changes in ascorbate oxidase gene expression and ascorbate levels in cell division and cell elongation in tobacco cells // Physiol. Plant. 1999. V. 105. P. 321–329.

66. Lee Y., Park C.H., Kim A.R., Chang S.C., Kim S.-H., Lee W.S., Kim S.-K. The effect of ascorbic acid and dehydroascorbic acid on the root gravitropic response in Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. Biochem. 2011. V. 49. P. 909–916.

67. Kisu Y., Harada Y., Goto M., Esaka M. Cloning of the pumpkin ascorbate oxidase gene and analysis of a cis-acting region involved in induction by auxin // Plant Cell Physiol. 1997. V. 38. P. 631–637.

68. De Tullio M., Guether M., Balestrini R. Ascorbate oxidase is the potential conductor of a symphony of signaling pathways // Plant Signal. Behav. 2013. V. 8: e23213. doi 10.4161/psb.23213

69. González-Reyes J.A., Döring O., Navas P., Obst G., Böttger M. The effect of ascorbate free radical on the energy state of the plasma membrane of onion (Allium cepa L.) root cells: alteration of K+ efflux by ascorbate? // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1098. P. 177–183.

70. González-Reyes J.A., Alcaín F.J., Caler J.A., Serrano A., Córdoba F., Navas P. Stimulation of onion root elongation by ascorbate and ascorbate free radical in Allium cepa L. // Protoplasma. 1995. V. 184. P. 31–35. 

71. Parsons H.T., Fry S.C. Oxidation of dehydroascorbic acid and 2,3-diketogulonate under plant apoplastic conditions // Phytochemistry. 2012. V. 75. P. 41–49. 

72. Qian H.F., Peng X.F., Han X., Ren J., Zhan K.Y., Zhu M. The stress factor, exogenous ascorbic acid, affects plant growth and the antioxidant system in Arabidopsis thaliana // Физиология растений. 2014. Т. 61. С. 500–508.

73. Córdoba-Pedregosa M.C., González-Reyes J.A., Cañadillas M.S., Navas P., Córdoba F. Role of apoplastic and cell-wall peroxidases on the stimulation of root elongation by ascorbate // Plant Physiol. 1996. V.112. P.1119–1125. 

74. Dunwell J.M., Gibbings J.G., Mahmood T., Naqvi M.S. Germin and germin-like proteins: evolution, structure, and function // Crit. Rev. Plant Sci. 2008. V. 27. P. 342–375.

75. Wakabayashi K., Soga K., Hoson T. Cell wall oxalate oxidase modifies the ferulate metabolism in cell walls of wheat shoots // J. Plant Physiol. 2011. V. 168. P. 1997–2000.

76. Löw H., Crane F.L., Morré D.J. Putting together a plasma membrane NADH oxidase: A tale of three laboratories // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2012. V. 44. P. 1834–1838.

77. Lassig R., Gutermuth T., Bey T.D., Konrad K.R., Romeis T. Pollen tube NAD(P)H oxidases act as a speed control to dampen growth rate oscillations during polarized cell growth //  Plant J. 2014. V. 78. P. 94–106.

78. Ros Barceló A., Gómez Ros L.V. Reactive oxygen species in plant cell walls // Reactive oxygen species in plant signaling / Eds. del Río L.A., Puppo A. Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag, 2009. P.73–93.

79. Goldberg R., Perdrizet E. Ratio of free to bound polyamines during maturation in mung-bean hypocotyl cells // Planta. 1984. V. 161. P. 531–535.

80. Messiaen J., Van Cutsem P. Polyamines and pectins. II. Modulation of pectic-signal transduction // Planta. 1999. V. 208. P. 247–256.

81. Hura T., Dziurka M., Hura K., Ostrowska A., Dziurka K. Free and cell wall-bound polyamines under long-term water stress applied at different growth stages of ×Triticosecale Wittm // PLoS One. 2015. V.10(8): e0135002. doi:10.1371/journal.pone.0135002

82. Solomon P.S., Oliver R.P. The nitrogen content of the tomato leaf apoplast increases during infection by Cladosporium fulvum // Planta. 2001. V. 213. P. 241–249.

83. Kathiresan A., Miranda J., Chinnappa C.C., Reid D.M. γ–aminobutyric acid promotes stem elongation in Stellaria longipes: the role of ethylene // Plant Growth Regul. 1998. V. 26. P. 131–137.

84. Ramesh S.A., Tyerman S. D., Xu B., Bose J., Kaur S., Conn V., Domingos P., Ullah S., Wege S., Shabala S., Feijó J.A., Ryan P.R., Gilliham M. GABA signalling modulates plant growth by directly regulating the activity of  plant-specific anion transporters // Nature Commun. 2015. V. 6: 7879. doi:10.1038/ncomms8879 

85. Song X.G., She X.P., Yue M., Liu Y.E., Wang Y.X., Zhu X., Huang A.X. Involvement of copper amine oxidase (СuАО)-dependent hydrogen peroxide synthesis in ethylene–induced stomatal closure in Vicia faba // Физиология растений. 2014. Т. 61. С. 419–425. 

86. Wisniewski J.-P., Rathbun E.A., Knox J.P., Brewin N.J. Involvement of diamine oxidase and peroxidase in insolubilization of the extracellular matrix: implications for pea nodule initiation by Rhizobium leguminosarum // Mol. Plant-Microbe Interact. 2000. V. 13. P. 413–420.

87. Cona A., Cenci F., Cervelli M., Federico R., Mariottini P., Moreno S., Angelini R. Polyamine oxidase, a hydrogen peroxide-producing enzyme, is up-regulated by light and down-regulated by auxin in the outer tissues of the maize mesocotyl // Plant Physiol. 2003. V. 131. P. 803–813.

88. Cona A., Moreno S., Cenci F., Federico R., Angelini R. Cellular re-distribution of flavin-containing polyamine oxidase in differentiating root and mesocotyl of Zea mays L. seedlings // Planta. 2005. V. 221. P. 265–276.

89. Delis C., Dimou M., Flemetakis E., Aivalakis G., Katinakis P. A root- and hypocotyl-specific gene coding for copper-containing amine oxidase is related to cell expansion in soybean seedlings // J. Exp. Bot., 2006. V. 57. P. 101–111.

90. Noctor G., Mhamdi A., Chaouch S., Han Y., Neukermans J., Marquez-Garcia B., Queval G., Foyer C.H. Glutathione in plants: an integrated overview // Plant Cell Environ. 2012. V. 35. P. 454–484.

91. Pivato M., Fabrega-Prats M., Masi A. Low-molecular-weight thiols in plants: Functional and analytical implications // Arch. Biochem. Biophys. 2014. V. 560. P. 83–99.

92. Schmitt F.-J., Renger G., Friedrich T., Kreslavski V.D., Zharmukhamedov S.K., Los D.A., Kuznetsov Vl.V., Allakhverdiev S.I. Reactive oxygen species: Re-evaluation of generation, monitoring and role in stress-signaling in phototrophic organisms // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1837. P. 835–848.

93. Lamport D.T.A. The protein component of primary cell walls // Adv Bot. Res. 1965. V. 2. P. 151–218.

94. Martin M.N., Saladores P.H., Lambert E., Hudson A.O., Leustek T. Localization of members of the γ-glutamyl transpeptidase family identifies sites of glutathione and glutathione S-conjugate hydrolysis // Plant Physiol. 2007. V. 144. P. 1715–1732.

95. Ferretti M., Destro T., Tosatto S.C.E., La Rocca N., Rascio N., Masi A. Gamma-glutamyl transferase in the cell wall participates in extracellular glutathione salvage from the root apoplast // New Phytol. 2009. V. 181. P. 115–126. 

96. Tamás L., Alemayehu A., Mistrík I., Zelinová V. Extracellular glutathione recycling by γ-glutamyl transferase in barley root tip exposed to cadmium // Environ. Exp. Bot. 2015. V. 118. P. 32–39.

97. Ohkama-Ohtsu N., Radwan S., Peterson A., Zhao P., Badr A.F., Xiang C., Oliver D.J. Characterization of the extracellular γ-glutamyl transpeptidases, GGT1 and GGT2, in Arabidopsis // Plant J. 2007. V. 49. P. 865–877.

98. Koffler B.E., Bloem E., Zellnig G., Zechmann B. High resolution imaging of subcellular glutathione concentrations by quantitative immunoelectron microscopy in different leaf areas of Arabidopsis // Micron. 2013. V. 45. P. 119–128.

99. Hacham Y., Koussevitzky S., Kirma M., Amir R. Glutathione application affects the transcript profile of genes in Arabidopsis seedling // J. Plant Physiol. 2014. V. 171. P. 1444–1451.

100. Tolin S., Arrigoni G., Trentin A.R., Veljovic-Jovanovic S., Pivato M., Zechman B., Masi A. Biochemical and quantitative proteomics investigations in Arabidopsis ggt1 mutant leaves reveal a role for the gamma-glutamyl cycle in plant’s adaptation to environment // Proteomics. 2013. V. 13. P. 2031–2045.

 

Подписи к рисункам к статье Шаровой и Медведева

 

Рис. 1. Участие ПО,  НАДФ·Н-оксидазы и СОД в образовании АФК, окислении фенольных соединений и регуляции растяжимости клеточной стенки. E — ПО в основном состоянии; Е(О) — Соединение I; Е(О–) — Соединение II; Е(О2•–) — Соединение III; PhOH — фенольный восстановитель; PhO• — феноксильный радикал; RH, R•, R+ — иные восстановители (НАД·Н, ИУК и другие) и их окисленные формы.

 

Рис.2. Метаболизм аскорбата и оксалата в апопласте. PhOH — фенольный восстановитель; PhO• — феноксильный радикал. 

Рис. 3. Метаболизм полиаминов в апопласте. ДАО — диаминоксидаза; ПАО —полиаминоксидаза.

 

Рис. 4. Апопластная петля рециклизации глутатиона. ОПТ — олигопептидный транспортер; ДП — дипептидаза.