УДК 581.1

Системное использование “хромых” ферментов в растительных клеточных стенках

© 2017 г. Л. В. Козлова, Н. Е. Мокшина, А. Р. Назипова, Т. А. Горшкова1

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки

Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра

Российской академии наук, Казань

Поступила в редакцию 29.12.2016 г.

Многообразие белков и ферментов, задействованных в углеводном обмене растительных клеток, исключительно велико. Это связано с тем, что в растениях сосредоточена большая часть углеводов в биосфере, причем разнообразие строения этих соединений колоссально. В геноме растений белки, участвующие в углеводном метаболизме, формируют огромное количество семейств, каждое из которых может включать десятки последовательностей. Это особенно характерно для ферментов, модифицирующих полисахариды клеточных стенок. Экспрессия генов, кодирующих такие белки, тонко регулируется и может отличаться в различных тканях, органах, зависеть от стадии развития растения и его отдельных клеток. Однако часть генов, в том числе высоко экспрессирующихся, кодирует ферменты с “хромыми” каталитическими центрами, которые могут быть неспособны осуществлять реакцию, характерную для соответствующего семейства. В обзоре приведены примеры таких белков, обсуждаются причины их появления и возможные функции.

 

Ключевые слова: клеточная стенка – хитиназоподобные белки – арабинофуранозидазы – рамногактуронанлиазы

_______________________

Сокращения: GH – гликозилгидролазы; PL – полисахаридлиазы.

1Адрес для корреспонденции: Горшкова Татьяна Анатольевна. 420111 Казань, а/я 30. Казанский институт биохимии и биофизики КазНЦ РАН. Электронная почта: gorshkova@kibb.knc.ru

 

Введение

Одним из неожиданных результатов секвенирования геномов растений стало обнаружение обширных мультигенных семейств генов, кодирующих ферменты клеточной стенки [1−3]. Число генов, кодирующих один и тот же фермент, модифицирующий полисахарид, часто достигает многих десятков, а иногда и сотен [4]. При этом экспрессия различных представителей мультигенных семейств четко выявляется, хотя для многих наблюдается только в определенных клетках, тканях или органах, на отдельных этапах развития растения или при воздействии определенных факторов. Это свидетельствует о востребованности всего многообразия кодируемых белков. Широкий спектр ферментов, участвующих в модификации полисахаридов, характерен именно для растений. По числу семейств белков углеводного метаболизма, представленных в базе данных CAZy (Carbohydrate Active enZymes), растения и животные сопоставимы (83 у человека, 94 у Arabidopsis thaliana), однако число последовательностей, включенных в эти семейства, значительно отличается (374 против 1118) ([5, 6]). Многообразие таких ферментов у растений связано с существованием характерного компартмента – клеточной стенки, основу которого составляют полисахариды.

Объединение генов в мультигенные семейства происходит на основе гомологии нуклеотидных последовательностей, классификация в различные белковые семейства – на основании гомологии аминокислотных последовательностей и сходства третичных структур. При этом соответствующая ферментативная активность экспериментально подтверждена лишь для ограниченного числа представителей семейств, особенно для ферментов растений. Более того, биохимическая характеристика в ряде случаев выявила отсутствие у белков ферментативной активности, типичной для соответствующего семейства [7−10]. Тщательное сравнение нуклеотидных последовательностей представителей одного семейства выявило у некоторых из них замену или отсутствие смысловых кодонов для ключевых аминокислот активного центра фермента [11, 12]. Наиболее обстоятельно такая ситуация описана для белков, гомологичных хитиназам [13], однако подобные факты отмечены и для некоторых других ферментов, что позволяет говорить о системном использовании растениями белков клеточной стенки с нарушенной ферментативной активностью. В обзоре приведены примеры таких белков, обсуждаются причины их появления и возможные функции, при этом основное внимание уделено хитиназоподобным белкам, рамногалактуронанлиазам и арабинофуранозидазам.

 

Хитиназоподобные белки

Хитиназы – ферменты (КФ 3.2.1.14), катализирующие гидролитическое расщепление (1→4)-β-связей между двумя остатками N-ацетил-β-d-глюкопиранозиламина в хитине или хитодекстринах, они необходимы растениям для защиты от хитин-содержащих патогенов и хищников. Растительные хитиназы с продемонстрированной ферментативной активностью включены в GH18 и GH19 семейства гликозилгидролаз (GH) и подразделяются на семь классов. В эти же семейства и классы входят и хитиназоподобные белки, которые имеют значительное сходство аминокислотной последовательности с хитиназами, но, как правило, хитиназной активности лишены [13, 14]. Распределение хитиназ и хитиназоподобных белков по семействам и классам происходит в первую очередь на основании гомологии каталитического домена с уже известными белками [14]. В геномах растений содержатся гены многочисленных представителей этих семейств. Их активная экспрессия и отличия в наборе конкретных транскрибируемых генов в различных физиологических ситуациях показаны в многочисленных исследованиях [9, 13, 15−17]. Подобные закономерности наглядно продемонстрированы и при полномасштабном анализе транскриптомов [18−20] (рис. 1). При этом дифференциальная экспрессия хитиназоподобных белков широко проявляется в ситуациях, не предполагающих взаимодействия с патогенами.

Для некоторых хитиназоподобных белков охарактеризованы изменения первичной и вторичной структуры, которые лишили их хитиназной активности. Так, конканавалин Б из семян канавалии мечевидной (Canavalia ensiformis) имеет две существенные модификации активного центра, свойственного истинным хитиназам: каталитический остаток глутаминовой кислоты замещен глутамином, а субстрат-связывающий канал сильно укорочен [21]. Хитиназоподобный лектин тамаринда (Tamarindus indica) (TCLL) так же не имеет хитиназной активности из-за множественных замен аминокислот, имеющих важное значение для катализа (вместо D125, E127 и Y183, как у истинной хитиназы, в TCLLA128, V130 и F186). Кроме того, у него изменена вся геометрия субстрат-связывающего сайта: если у хитиназ из семейства GH18 он представляет собой бороздку, то у TCLL аналогичный участок белка имеет форму кармана (т.е. бороздка одновременно укорочена и расширена). Таким образом, TCLL не функционирует как хитиназа, но способен связывать N-ацетилглюкозамин [22].

Судя по данным, обобщенным в таблице 1, функциональная значимость хитиназоподобных белков разнообразна. Некоторые из таких белков сохранили хитиназную активность, приобретя дополнительную. Так, хевамин бразильской гевеи – первый охарактеризованный хитиназоподобный белок – сохранил хитиназную активность, хотя в дополнение к ней имеет еще и лизоцимную [23]. Но большая часть проанализированных хитиназоподобных белков лишена хитиназной активности. Более того, у большинства конкретная ферментативная активность вообще не выявлена. При этом их функциональная значимость проявляется в различных ситуациях (табл. 1).

Выполнение хитиназоподобными белками альтернативных функций стало возможным в результате их молекулярной эволюции. Ее впечатляющим примером служит XIP-I – белок семян пшеницы, функционирующий как ингибитор ксиланаз и амилаз [48, 49]. Хитиназной активности у него нет, хотя консервативный остаток глутаминовой кислоты, замена которого характерна для хитиназоподобных белков, в данном случае сохранен. Отсутствие ферментативной активности связано с несколькими аминокислотными заменами, которые создают возможность для формирования дополнительных водородных связей между разными краями каталитической бороздки, препятствуя тем самым проникновению в нее субстрата [49]. XIP-I функционирует как ингибитор ксиланаз из семейств GH10 и GH11, действуя по конкурентному механизму, и используя для этого два разных сайта [27]. Обращает на себя внимание тот факт, что все хитиназоподобные ингибиторы ксиланаз и α-амилаз, экспрессируемые даже таксономически отдаленными видами растений, относятся к III классу (табл. 1), т.е. имеют значительное сходство друг с другом.

Для большинства хитиназоподбных белков четкое соотнесение структуры и функции отсутствует. Функции многих охарактеризованы лишь общими словами, например, “лектин”, которое обозначает способность белка к взаимодействию с углеводами, но не отражает его истинного назначения в растительном организме. Интересно выявленное недавно участие специфических вариантов хитиназоподобных белков CTL1 и CTL2 в биосинтезе целлюлозы. Высказано предположение, что они играют ключевую роль в обеспечении взаимодействия микрофибрилл целлюлозы с гемицеллюлозами [43]. AtCTL1 и AtCTL2 не содержат аминокислот, которые являются ключевыми для катализа распада хитина [47, 50, 51], а также не обладают какой-либо другой гидролитической активностью, что было подтверждено с использованием рекомбинантного белка AtCTL1 [43]. В тканях стебля льна гомологичные гены экспрессируются на стадии утолщения клеточных стенок (рис.1).

Таким образом, хитиназоподобные белки являют собой яркий пример того, как на основе имеющихся структур растения в ходе эволюции конструируют протеины, приспособленные для выполнения совершенно новых функций, и хранящие память об исходной функции только в аминокислотной последовательности.

 

Арабинофуранозидазы

Арабинофуранозидазы (КФ 3.2.1.55) катализируют гидролитическое отщепление терминального остатка α-l-арабинофуранозы с невосстанавливающего конца α-l-арабинозидов. Растения располагают большим количеством потенциальных субстратов для действия арабинофуранозидаз, это, например, арабинаны, арабиногалактаны, глюкуроноарабиноксиланы. Арабинофуранозидазная активность показана для представителей семи семейств гликозилгидролаз, при этом растительные белки присутствуют только в двух из них (GH3 и GH51). Из всех семейств GH51 содержит наибольшее число охарактеризованных арабинофуранозидаз. Из 1840 включенных в него последовательностей только шесть ферментов функционируют как эндоглюканазы, один − как β-ксиланаза и еще один − как β-ксилозидаза, несмотря на то, что арабинофуранозидазная активность показана для 69 белков [5]. Арабинофуранозидазы из GH 51 катализируют гидролиз l-арабинозы из арабиноксиланов и арабинанов, а также их олигосахаридов, хотя субстратные предпочтения отдельных ферментов могут быть довольно специфичными [52, 53]. Каталитический домен располагается на N-конце и представляет собой (β/α)8 TIM-баррель, за которым следует β-складчатый домен неизвестной функции. Катализ проходит по кислотно-основному механизму, ключевыми консервативными остатками для него служат два остатка глутаминовой кислоты [54, 55]. Их разделяет примерно 5 Å, что типично для ферментов углеводного обмена, не инвертирующих аномерную конфигурацию субстрата [54, 56, 57].

В настоящий момент на уровне белков охарактеризованы только три растительных арабинофуранозидазы, принадлежащих к семейству GH51. Ген AtASD1 (At3g10740, другие названия – ARAF1, AtAraf51A) из арабидопсиса экспрессируется в корнях, листьях, цветах, стеблях, стручках и проростках. Экспрессия также наблюдается в отделительном слое цветков, замыкающих клетках устьиц стебля, сосудах и клетках паренхимы, окружающих их, в камбии и флоэме, но не во вторичной ксилеме [58, 59]. AtASD1 активен в отношении пара-нитрофениларабинофуранозида, высоко и низкозамещенных арабиноксиланов, арабинанов, гуммиарабика [60], кроме того, этот фермент, единственный из всех исследованных представителей GH51, проявляет β-d-ксилозидазную активность [58]. Нокаут мутанты по AtASD1 не имеют фенотипических особенностей, но характеризуются повышенным содержанием эпитопов для анти-арабинановых антител [59]. У мутантов арабидопсиса с повышенной экспрессией AtASD1 была отмечена задержка цветения и снижение числа цветоносов, а также усиление мечения специфическими антителами низкозамещенных ксиланов в клетках, имеющих вторичные клеточные стенки [59].

Вероятно, наиболее пристальному изучению среди растительных арабинофуранозидаз подверглись ферменты ячменя (Hordeum vulgare) HvAXAH1 и HvAXAH2, возможно, потому что они участвуют в прорастании семян и являются компонентами ячменного солода. HvAXAH1 гидролизует пара-нитрофениларабинофуранозид, арабиноксилан пшеничной муки, арабинан сахарной свеклы, а также (1→5)-α-l-арабиногексаозу и единственным моносахаридным продуктом во всех случаях служит арабиноза [61]. HvAXAH1 способен отщеплять арабинозу, как от моно-, так и от дизамещенных (во втором и третьем положениях) арабинозой ксилозных остатков в арабиноксилане, но предпочитает действовать на терминальные группы, тогда как дизамещенные арабинозой остатки ксилозы в середине остова арабиноксилана представляют собой неблагоприятную для атаки мишень [62]. Аналогичная субстратная специфичность была показана и для ряда бактериальных и грибных арабинофуранозидаз семейства GH51 [52, 53]. Экспрессия HvAXAH1 и HvAXAH2 отмечалась во всех исследовавшихся органах, но имела дифференциальный характер. В вегетативных органах HvAXAH2 экспрессировался активнее, чем HvAXAH1 [63]. V.M.E. Andriotis с коллегами [64] показали, что оба фермента активно работают в эндосперме прорастающих семян ячменя. Разрушение материала клеточных стенок в клетках эндосперма, обеспечиваемое их деятельностью, служит необходимым условием для мобилизации крахмала. Кроме того, было показано, что, как и бактериальные арабинофуранозидазы [54, 56], HvAXAH1 и HvAXAH2 функционируют в виде олигомерных комплексов. При этом в состав одного комплекса входят, как правило, две молекулы белка, которые могут быть как одного вида, так и разных [64]. Кроме HvAXAH1 и HvAXAH2 в геноме ячменя имеется еще три гена, кодирующих предположительные арабинофуранозидазы гликозилгидролазного семейства 51, их экспрессия значительно ниже, но, тем не менее, так же обнаруживается во всех исследовавшихся тканях [63].

Гомологи HvAXAH1 и HvAXAH2 в рисе − OsARAF1 (ген – Os07g0686900) и OsARAF3 (ген – Os11g0131900) так же активно экспрессируются в большинстве образцов, подвергавшихся подобному анализу [65, 66]. Белковые продукты OsARAF1 и OsARAF3 не были охарактеризованы, однако линии риса, сверхэкспрессирующие эти гены, отличаются от растений дикого типа снижением уровня арабинозы в клеточных стенках и одновременно повышенным содержанием кристаллической целлюлозы. Антитела к α-l-арабинану связываются с клеточными стенками мутантных по данным генам растений активнее, чем с контрольными [66]. В совокупности эти данные также позволяют предполагать, что белки OsARAF1 и OsARAF3 функционируют в растениях риса, как арабинофуранозидазы.

В геноме кукурузы (Zea mays) содержится восемь последовательностей (ZmaABF1-8), аннотируемых, как возможные арабинофуранозидазы, гомологичные ферментам из семейства GH51 [12]. Детальный анализ аминокислотных последовательностей, кодируемых этими генами, выявил, что белки, предсказываемые на основе генов ZmaABF3, ZmaABF5 и ZmaABF6, существенно укорочены (рис. 2) [12]. По-видимому, они не могут участвовать ни в катализе, ни в связывании субстратов, ни в формировании олигомерных комплексов из-за отсутствия или замен принципиальных аминокислотных остатков, или целых доменов (Назипова А.Р., Макшакова О.Н., неопубликованные данные). Эта ситуация для кукурузы не уникальна: ген, кодирующий белок сходного размера, содержащий арабинофуранозидазный домен, существует в геноме риса (Os11g03734) и активно экспрессируется [65, 66].

При этом существуют “обычные” арабинофуранозидазы – ZmaABF1 и ZmaABF2 – первичная последовательность которых, судя по данным компьютерного моделирования, позволяет им формировать геометрию каталитического центра, аналогичную таковой у известных бактериальных арабинофуранозидаз (Назипова А.Р., Макшакова О.Н., неопубликованные данные). Можно предположить, что эти ферменты действительно могут связывать арабиноксиланы и катализировать отщепление от них арабинозы.

Разнообразие вариантов дополняет ZmaABF4, который кодирует белок нормальной длины, однако остаток глутаминовой кислоты в каталитическом центре заменен в этом белке на глутамин. Именно такая замена приводит к инактивации арабинофуранозидазы Thermobacillus xylanilyticus [55]. Замена каталитической глутаминовой кислоты на глутамин характерна и для хитиназо-подобных белков, утративших активность в ходе молекулярной эволюции [13]. Аналогичная аминокислотная замена в каталитических центрах арабинофуранозидаз была отмечена у генов пшеницы (TaAXAH4 и TaAXAH5) и ячменя (HvAXAH4 и HvAXAH5) [63], что вызывает сомнения в ее случайном характере. Та же замена обнаруживается в генах риса: Os03g20420 и Os07g48750 при выравнивании последовательностей ортологов кукурузных арабинофуранозидаз [68, 69]. Кроме того, в каталитическом центре ZmaABF4 отсутствует остаток триптофана (W465), что делает каталитическую бороздку шире, чем у ZmaABF1 и ZmaABF2 (Назипова А.Р., Макшакова О.Н., неопубликованные данные).

В растениях кукурузы экспрессируются гены всех перечисленных типов белков, аннотируемых как арабинофуранозидазы семейства GH51. Дифференциальная экспрессия обнаружена в различных зонах первичного корня, где по мере удаления от кончика происходит снижение степени замещения арабиноксиланов арабинозой [70]. Гены ZmaABF1, ZmaABF3, ZmaABF4, ZmaABF5 и ZmaABF6 наращивали экспрессию по мере продвижения от меристемы к зоне растяжения и зоне клеток, закончивших растяжение. ZmaABF2 активно экспрессировался в чехлике, но не в остальных исследовавшихся зонах, а транскриптов для ZmaABF7 и ZmaABF8 обнаружено не было [12]. Согласно данным масштабных исследований транскриптома кукурузы [71, 72, 73], гены ZmaABF1, ZmaABF4 и ZmaABF5 экспрессируются во всех органах растения (корни, листья, стебли, соцветия, семена), хотя и с разной интенсивностью (рис. 2). Более того, обнаружены и соответствующие белки [71, 74], хотя эксперименты по их детектированию не были столь масштабными, как в случае транскриптов. Таким образом, в растениях кукурузы, как на уровне транскриптов, так и белков, присутствуют “нормальные” арабинофуранозидазы (ZmaABF1, ZmaABF2), укороченные (ZmaABF5) и белки с измененной геометрией каталитического сайта, по-видимому, не имеющие ферментативной активности (ZmaABF4). Судя по наличию экспрессии сходных генетических последовательностей, аналогичная ситуация может наблюдаться и у других видов однодольных растений. Однако о функциях, выполняемых “хромыми’ арабинофуранозидазами, пока остается только догадываться.

 

Рамногалактуронанлиазы

Рамногалактуронанлиазы (КФ 4.2.2.23) расщепляют рамногалактуронан I – компонент пектиновых веществ клеточной стенки. Согласно базе данных Phytozome [75], все опубликованные геномы 46 видов (два мха, один плаун, 11 однодольных, 32 двудольных) растений (Viridiplantae) содержат гены рамногалактуронанлиаз (PF06045). В разных видах растений число генов варьирует от одного − двух (Physcomitrella patens, Sphagnum fallax, Zea mays) до 15−20 (Linum usitatissimum, Malus domestica, Kalanchoe laxiflora, Solanum lycopersicum). Из 367 аннотированных генов 360 генов принадлежит геномам покрытосеменных растений, из них порядка 80% – двудольным. Рамногалактуронанлиазы катализируют негидролитический разрыв α-(1→4) гликозидной связи между рамнопиранозой и галактопиранозилуроновой кислотой по механизму β-элиминирования с формированием олигомеров, содержащих α-Δ-4,5-ненасыщенную галактопиранозилуроновую кислоту (ΔGalpA, 4-деокси-β-l-трео-гекс-4-ен пиранозилуроновую кислоту) на невосстанавливающем конце. Для ΔGalpA разработаны методы спектрофотометрического определения [76, 77], она надежно детектируется при масс-спектрометрии. При этом поиски ΔGalpA в растительных тканях настолько редко оказывались успешными, что ферментативная активность лиаз, расщепляющих пектины, в растениях ставится под сомнение [78].

Рассмотрим имеющиеся данные о растительных рамногалактуронанлиазах. В базе данных CAZy [5] в качестве таковой представлен белок AtMYST6 (Uniprot: Q9ZQ51) из семейства полисахаридлиаз 4 (PL4). AtMYST6 фигурирует как охарактеризованный протеин, однако его ферментативная функция аргументируется только сходством последовательностей рамногалактуронанлиазного домена и углевод-распознающего модуля (CBM) с грибными и бактериальными рамногалактуронанлиазами. Ортолог AtMYST6 в клубнике (Fragaria×ananassa) – FaRGlyase1 экспрессировался в цветоложе ягод на последних стадиях зрелости [79]. В это время клетки цветоложа утрачивали способность связывать рутениевый красный и толуидиновый синий, что соотносилось авторами со снижением содержания в них пектинов. “Замолкание” гена FaRGlyase1 с помощью РНК-интерференции восстанавливало мечение клеточных стенок этими красителями. Ткани цветоложа выглядели менее рыхлыми, в них хорошо визуализировалась срединная пластинка, тогда как в контроле площадь клеточных контактов была снижена, а срединные пластинки полностью или частично деградировали [79].

Недавно продемонстрировано наличие лепидимоевой кислоты (4-деокси-β-l-трео-гекс-4-ен пирануранозил-(1→2)-l-рамнозы) – возможного димерного продукта работы рамногалактуронанлиазы – в экссудатах семян кресс-салата (Lepidium sativum) [80]. При этом, насколько можно судить, перед получением экссудата семена не были стерилизованы или отмыты. Таким образом, обнаруженные олигосахаридные фрагменты могут быть результатом бактериальной или грибной контаминации. Содержание лепидимоевой кислоты в семенах составляло 0.16% от их сухого веса. Ферментативная активность такой мощности должна быть легко детектируема. О наличии лепидимоевой кислоты в семенных экссудатах разных видов растений сообщалось в нескольких небольших статьях одного и того же авторского коллектива [81−83]. При этом немногочисленные данные структурного характера были представлены только в наиболее ранней работе [81]. В дальнейшем авторы делали вывод о присутствии лепидимоевой кислоты в экссудатах, основываясь на аналогичном времени выхода неизвестного соединения в ходе жидкостной хроматографии и его способности ускорять рост гипокотилей амаранта [82, 83]. Критерии явно не достаточные, если учесть, что в исследовании другой лаборатории наличие у лепидимоевой кислоты подобной биологической активности не подтвердилось [80].

 

Согласно данным элегантного исследования R. Naran с соавт. [84], рамногалактуронанлиазная активность присутствует в семядолях молодых проростков хлопка (Gossipium hirsutum): экзогенные олигомеры рамногалактуронана I (до 18 остатков, без замещения) при инъекции в межклетники расщеплялись на более короткие фрагменты с остатком ненасыщенной галактуроновой кислоты на невосстанавливающем конце. Структурные данные не вызывают сомнений, часть экспериментов была поставлена на стерильных растениях, что исключает версию чужеродного происхождения ферментативной активности. Однако авторы не обнаружили нативных непредельных олигомеров рамногалактуронана в растительных тканях и не тестировали активность рамногалактуронанлиаз хлопка в отношении субстратов с большей степенью полимеризации. Таким образом, несмотря на некоторое количество сообщений об обнаружении рамногалактуронанлиазной активности в растениях, вполне возможно, что ее проявления носят спорадический характер.

В то же время в многочисленных работах отмечена активная экспрессия генов, аннотированных как гены рамногалактуронанлиаз [79, 85−87]. Выражена дифференциальная экспрессия для различных членов мультигенного семейства. Например, AtMYST6 экспрессируется в ходе синтеза семенной слизи в арабидопсисе [88], его экспрессия находится под контролем брассиностероидов [89], абсцизовой кислоты и этилена [90]. Член того же семейства – AtMYST4 – в арабидопсисе экспрессируется конститутивно и присутствует во всех тканях растения в ходе развития, в той же работе упоминается, что AtMYST6 присутствует в ходе цветения и созревания семян [91]. Еще один ген, предположительно кодирующий рамногалактуронанлиазу в арабидопсисе, дифференциально экспрессируется в ходе развития листьев розетки [92].

У сои (Glycine max) экспрессия генов предполагаемых рамногалактуронанлиаз усиливается в ответ на засуху, причем, как у чувствительного, так и у толерантного к этому виду стресса сортов [87]. Несколько иной набор генов рамногалактуронанлиаз характеризуется повышенной экспрессией в отделительном слое листьев сои под воздействием этилена [93]. Уменьшение экспрессии одного из генов, в свою очередь, было отмечено в ходе развития соевых бобов [94].

Экспрессия гомолога AtMYST6 в осине значимо возрастает в ходе формирования древесины натяжения [18], также возрастает экспрессия генов рамногалактуронанлиаз во льне на стадии формирования в волокнах утолщенной клеточной стенки (рис. 1) [20, 95−97].

Множественное выравнивание аминокислотных последовательной рамногалактуронанлиаз, принадлежащих к семейству PL4, позволяет оценить степень консервативности аминокислотных остатков, принципиальных для катализа и связывания субстрата (рис. 3). Согласно данным рентгеноструктурного анализа рамногалактуронанлиазы из Aspergillus aculeatus [98], непосредственно в катализ вовлечены остатки лизина и гистидина. Они консервативны во всех последовательностях, независимо от происхождения последних (рис. 3). Четыре остатка аргинина участвуют в формировании каталитического сайта и обеспечивают захват субстрата за счет взаимодействия с остатками галактуроновой кислоты и рамнозы в позициях +3, +2 и -2 (остатки с положительными номерами расположены ближе к восстанавливающему концу углеводной цепи, остатки с отрицательными – ближе к невосстанавливающему концу; расщепление гликозидной связи происходит между остатками галактуроновой кислоты и рамнозы, которым присваиваются номера +1 и -1, соответственно) [98]. Два из этих аргининов строго консервативны, тогда как два других в разных последовательностях замещены лизином, тирозином или аспарагином. В растительных последовательностях, аннотированных как возможные рамногалактуронанлиазы, так же обнаруживаются замены тирозина и глутаминовой кислоты на метионин и глутамин. Эти аминокислотные остатки формируют водородные связи с галактуроновой кислотой, находящейся в позиции +1. Таким образом, несмотря на наличие ключевых каталитических остатков, геометрия субстрат-связывающего сайта в растительных белках несколько изменена. Это может быть как оптимизацией формы для большего соответствия конкретному субстрату, так и помехой для катализа.

Таким образом, в растительных геномах рамногалактуронанлиазы кодируются большим числом активно и дифференциально экспрессируемых генов, что в сочетании с отрывочными данными о проявлении соответствующей ферментативной активности, заставляет предположить, что растения могли приспособить эти белки для выполнения каких-то иных функций.

 

ВОЗМОЖНЫЕ ФУНКЦИИ “ХРОМЫХ” ФЕРМЕНТОВ

Содержание белков в клеточной стенке невелико. Даже в первичной клеточной стенке, которая относительно обогащена белковыми компонентами, их доля редко превышает 5%. Во вторичной и третичной (особый вид клеточной стенки с высоким содержанием целлюлозы и низким – ксилана и лигнина, характерный исключительно для растительных волокон) клеточных стенках суммарное содержание белков ниже 1%. Причем в клеточной стенке любого типа основную массу составляют структурные белки, наподобие экстенсина, содержащие многочисленные структурные повторы и высокую долю оксипролина [99]. Ферменты и ферментоподобные белки, примеры которых приведены в обзоре, – минорный компонент клеточных стенок. И, тем не менее, экспрессия генов, кодирующих такие белки, очень тонко настроена. Более того, именно для них четко выражена молекулярная эволюция, которая, судя по характеру экспрессии и строению кодируемых белков, затрагивает как регуляторные участки гена, так и структуру и каталитическую активность полипептидов. Эта эволюция может происходить таким образом, что изначальная ферментативная функция существенно модифицируется или даже утрачивается.

Считается, что мультигенные семейства, кодирующие ферменты углеводного обмена, возникли, в основном, в результате многократных дупликаций растительных геномов в ходе эволюции [100]. При этом большинство генов-дубликатов довольно быстро элиминировались из геномов; оставались, преимущественно, те “дублеры”, которые приобретали специализацию, дававшую эволюционные преимущества. Подобные процессы были особенно выражены для ферментов клеточной стенки.

Быстрая молекулярная эволюция некоторых белков клеточной стенки может быть обусловлена их принадлежностью к патоген-индуцируемым протеинам. Растительные хитиназы, например, быстро изменяются, представляя собой первичные мишени коэволюции во взаимоотношениях растение-патоген [101]. Однако эволюция этих ферментов “привела” их к выполнению и других функций. Молекулярные механизмы реализации этих функций до сих пор не установлены, но ясно, что, например, участие специфических хитиназоподобных белков в отложении целлюлозы никак не связано с взаимодействием с патогенами.

Разнообразие ферментов и ферментоподобных белков объясняется, вероятно, сложностью и разнообразием строения полимеров клеточной стенки, а также специфическим подходом к функционированию этого компартмента. Постсинтетические модификации полимеров, а не их тотальный гидролиз – основной “прием” в изменениях свойств клеточной стенки, которые сопровождают все этапы развития и специализации растительной клетки. Минорные, казалось бы, модификации структуры полисахаридов – отщепления метильных или ацетильных групп, а также единичных остатков моносахаридов из боковых цепей – приводят к существенному изменению свойств надмолекулярных комплексов в клеточной стенки и обеспечивают осуществление многих физиологических процессов. К ним относятся, например, рост растяжением, реакции на стрессовые воздействия, формирование и функционирование локальных структур, таких как межклетники, и т.д. Более того, растяжимость клеточной стенки, которая напрямую зависит от характера взаимодействия ее полимеров, в последнее время рассматривается как один из ключевых параметров в регуляции морфогенеза [102, 103].

Можно предположить, что ферментоподобные белки, потерявшие каталитическую активность, но сохранившие углевод-связывающие домены, необходимы для обеспечения взаимодействия между полимерами или для изменения его характера. Уместны, вероятно, некоторые аналогии с широко известными белками клеточной стенки, экспансинами, которые, не обладая каталитической активностью, модифицируют взаимодействия между микрофибриллами целлюлозы и связующими гликанами, что существенно сказывается на свойствах клеточной стенки [104]. При этом ферментоподобные белки могут быть специализированы под конкретные полисахариды, или даже под их специфические участки. Активация экспрессии генов рамногалактуронанлиаз, например, происходит именно тогда, когда функционирование клеточной стенки во многом “опирается” на рамногалактуронаны I, что характерно для первичной и третичной клеточных стенок (рис. 1). Арабинофуранозидазы, которые, по всей видимости, не обладают каталитической активностью (рис. 2), экспрессируются именно тогда, когда идет модификация арабинозосодержащих полимеров, например, глюкуроноарабиноксиланов в зоне растяжения злаков [12]. Эти закономерности позволяют предположить еще один механизм работы ферментоподобных белков: связывание со специфическими участками полимера и “защита” их от менее специфического действия фермента. Например, “хромые” арабинофуранозидазы могут защищать от действия функциональных арабинофуранозидаз остатки арабинозы, расположенные в специфических доменах полимера, или имеющих особый тип связи. Кроме всего перечисленного, нельзя также игнорировать вероятность того, что ферментоподобные белки могут принимать участие в распознавании гликоконъюгатов.

Представленные в обзоре данные позволяют говорить о возможности широкого распространения ферментоподобных белков в клеточных стенках высших растений. Это, во-первых, еще раз обращает внимание на то, что обсуждение функции белка только на основе гомологии к известным ферментам должно проводиться с крайней осторожностью. Во-вторых, это заставляет обратить еще более пристальное внимание на механизмы нековалентного взаимодействия белков и углеводов. Фундаментальные аспекты подобных исследований пока разработаны слабо, что с очевидностью иллюстрируется непониманием механизма действия экспансинов. Возможно, эта тематика непосредственно примыкает и к изучению растительных лектинов, функциональная роль которых, не говоря уже о механизмах ее реализации, остается слабо расшифрованной. Дальнейшие исследования в этой области позволят разработать еще один пласт в осознании многообразия функциональной нагрузки растительных клеточных стенок и механизмов ее реализации.

 

Исследования по тематике выполнены при поддержке гранта Российского научного фонда (№ 16-14-10256) и гранта Президента РФ (МК-8014.2016.4). Авторский коллектив выражает благодарность с.н.с. КИББ КазНЦ РАН Макшаковой Ольге Николаевне за помощь в работах по выравниванию белковых последовательностей и моделированию пространственных структур белков.

p, li { white-space: pre-wrap; }

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. The Arabidopsis Genome Initiative Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana // Nature. 2000. V. 408. P. 796–815.
  2. McCann M.C., Carpita N.C. Designing the deconstruction of plant cell walls // Curr. Opin. Plant Biol. 2008. V. 11. P. 314–320.
  3. Liepman A.H., Wightman R., Geshi N., Turner S.R., Scheller H.V. Arabidopsis – a powerful model system for plant cell wall research // Plant J. 2010. V. 61. P. 1107–1121.
  4. Duan C.-J., Feng Y.-L., Cao Q.-L., Huang M.-Y., Feng J.-X. Identification of a novel family of carbohydrate-binding modules with broad ligand specificity // Sci. Rep. 2016. V. 6:19392. doi: 10.1038/srep19392.
  5. http://www.cazy.org/
  6. Lombard V., Golaconda Ramulu H., Drula E., Coutinho P.M., Henrissat B. The Carbohydrate-active enzymes database (CAZy) in 2013 // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. P. 490–495.
  7. Hrmova M. and Fincher G.B. Structure-function relationship of β-d-glucan exohydrolases from higher plants // Plant Mol. Biol. 2001. V. 47. P. 73–91.
  8. Kumar S., Singh N., Sinha M., Dube D., Singh S.B., Bhushan A., Kaur P., Srinivasan A., Sharma S., Singh T.P. Crystal structure determination and inhibition studies of a novel xylanase and α -amylase inhibitor protein (XAIP) from Scadoxus multiflorus // FEBS J. 2010. V. 277. P. 2868–2882.
  9. Wu B., Zhang B., Dai Y., Zhang L., Shang-Guan K., Peng Y., Zhou Y., Zhu Z. Brittle Culm15 encodes a membrane-associated chitinase-like protein required for cellulose biosynthesis in rice // Plant Physiol. 2012. V. 159. P. 1440–1452.
  10. Sulzenbacher G., Roig-Zamboni V., Peumans W.J., Henrissat B., van Damme E.J.M., Bourne Y. Structural basis for carbohydrate binding properties of a plant chitinase-like agglutinin with conserved catalytic machinery // J. Struct. Biol. 2015. V. 190. P. 115–121.
  11. Bussink A., Speijer D., Aerts J., Boot R. Evolution of mammalian chitinase (-like) members of family 18 glycosyl hydrolases // Genet. 2007. V. 177. P. 959–970.
  12. Kozlova L.V., Gorshkov O.V., Mokshina N.E., Gorshkova T.A. Differential expression of alpha-l-arabinofuranosidases during maize (Zea mays L.) root elongation // Planta. 2015. V. 241. P. 1159–1172.
  13. Kesari P., Patil D.N., Kumar P., Tomar S., Sharma A.K., Kumar P. Structural and functional evolution of chitinase-like proteins from plants // Proteomics. 2015. V. 15. P. 1693–1705.
  14. Grover A. Plant chitinases: genetic diversity and physiological roles // Crit. Rev. Plant Sci. 2012. V. 31. P. 57–73.
  15. Mokshina N., Gorshkova T., Deyholos M.K. Chitinaselike (CTL) and cellulose synthase (CESA) gene expression in gelatinous-type cellulosic walls of flax (Linum usitatissimum L.) bast fibers // PLoS ONE. 2014. 9:e97949. doi: 10.1371/journal.pone.0097949.
  16. Su Y., Xu L., Wang S., Wang Z., Yang Y., Chen Y., Que Y. Identification, phylogeny, and transcript of chitinase family genes in sugarcane // Sci. Rep. 2015. V. 5:10708. doi: 10.1038/srep10708.
  17. Galindo González L.M., Kayal W.E., Morris J.S., Cooke J.E.K. Diverse chitinases are invoked during the activity-dormancy transition in spruce // Tree Genet. Genom. 2015. V. 11:41. doi: 10.1007/s11295-015-0871-0.
  18. Andersson-Gunnerås S., Mellerowicz E.J., Love J., Segerman B., Ohmiya Y., Coutinho P.M., Nilsson P., Henrissat B., Moritz T., Sundberg B. Biosynthesis of cellulose enriched tension wood in Populus: global analysis of transcripts and metabolites identifies biochemical and developmental regulators in secondary wall biosynthesis // Plant J. 2006. V. 45. P. 144–165.
  19. Azri W., Ennajah A., Nasr Z., Woo S.-Y., Khaldi A. Transcriptome profiling the basal region of poplar stems during the early gravitropic response // Biol. Plant. 2014. V. 58. P. 55–63.
  20. Gorshkov O., Mokshina N., Gorshkov V., Chemikosova S., Gogolev Yu., Gorshkova T. Transcriptome portrait of cellulose-enriched flax fibers at advanced stage of specialization // Plant Mol. Biol. 2017. V. 93. P. 431–449.
  21. Hennig M., Jansonius J.N., Terwisscha van Scheltinga A.C., Dijkstra B.W., Schlesier B. Crystal structure of concanavalin B at 1.65°A resolution. An “inactivated” chitinase from seeds of Canavalia ensiformis // J. Mol. Biol. 1995. V. 2541. P. 237–246.
  22. Patil D.N., Datta M., Dev A., Dhindwal S., Singh N., Dasauni P., Kundu S., Sharma A.K., Tomar S., Kumar P. Structural investigation of a novel Nacetyl glucosamine binding chi-lectin which reveals evolutionary relationship with class III chitinases // PLoS ONE. 2013. 8:e63779. doi: 10.1371/journal.pone.0063779.
  23. Terwisscha van Scheltinga A.C., Hennig M., Dijkstra B.W. The 1.8 °A resolution structure of hevamine, a plant chitinase/lysozyme, and analysis of the conserved sequence and structure motifs of glycosyl hydrolase family 18 // J. Mol. Biol. 1996. V. 262. P. 243–257.
  24. Bernasconi P., Locher R., Pilet P.E., Jolles J., Jolles P. Purification and N-terminal amino-acid sequence of a basic lysozyme from Parthenocissus quinquifolia cultured in vitro // Biochim. Biophys. Acta. 1987. V. 915. P. 254–260.
  25. Heitz T., Segond S., Kauffmann S., Geoffroy P., Prasad V., Brunner F., Fritig B., Legrand M. Molecular characterization of a novel tobacco pathogenesis-related (PR) protein: a new plant chitinase/lysozyme // Mol. Gen. Genet. 1994. V. 245. P. 246–254.
  26. Huet J., Rucktooa P., Clantin B., Azarkan M., Looze Y., Villeret V., Wintjens R. X-ray structure of papaya chitinase reveals the substrate binding mode of glycosyl hydrolase family 19 chitinases // Biochem. 2008. V. 47. P. 8283–8291.
  27. Payan F., Leone P., Porciero S., Furniss C., Tahir T., Williamson G., Durand A., Manzanares P., Gilbert H.J., Juge N., Roussel A. The dual nature of the wheat xylanase protein inhibitor XIP-I structural basis for the inhibition of family 10 and family 11 xylanases // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 36029–36037.
  28. Durand A., Hughes R., Roussel A., Flatman R., Henrissat B., Juge N. Emergence of a subfamily of xylanase inhibitors within glycoside hydrolase family 18 // FEBS J. 2005. V. 272. P. 1745–1755.
  29. Vasconcelos E.A., Santana C.G., Godoy C.V et al. A new chitinase-like xylanase inhibitor protein (XIP) from coffee (Coffea arabica) affects Soybean Asian rust (Phakopsora pachyrhizi) spore germination // BMC Biotechnol. 2011. 11:14. doi: 10.1186/1472-6750-11-14.
  30. Yeoh K.A., Othman A., Meon S., Abdullah F., Ho C.L. Sequence analysis and gene expression of putative oilpalm chitinase and chitinase-like proteins in response to colonization of Ganoderma boninense and Trichoderma harzianum // Mol. Biol. Rep. 2013. V. 40. P. 147–158.
  31. Martínez-Caballero S.1., Cano-Sánchez P., Mares-Mejía I., Díaz-Sánchez A.G., Macías-Rubalcava M.L., Hermoso J.A., Rodríguez-Romero A. Comparative study of two GH19chitinase-like proteins from Hevea brasiliensis, one exhibitinga novel carbohydrate-binding domain // FEBS J. 2014. V. 281. P. 4535–4554.
  32. Broekaert W.F., van Parijs J., Leyns F., Joos H., Peumans W.J. A chitin-binding lectin from stinging nettle rhizomeswith antifungal properties // Science. 1989. V. 245. P. 1100–1102.
  33. Cavada B.S., Moreno F.B., da Rocha B.A.. de Azevedo Jr. W.F., Castellon R.E.R., Goersch G.V., Nagano C.S., de Souza E.P., Nascimento K.S., Radis-Baptista G., Delatorre P., Leroy Y., Toyama M.H., Pinto V.P., Sampaio A.H., Barettino D., Debray H., Calvete J.J., Sanz L. cDNA cloning and 1.75 A crystal structure determination of PPL2, an endochitinase and N-acetylglucosamine-binding hemagglutinin from Parkia platycephala seeds // FEBS J. 2006. V. 273. P. 3962–3974.
  34. Wasano N., Konno K., Nakamura M., Hirayama C., Hattori M., Tateishi K. A unique latex protein, MLX56, defends mulberry trees from insects // Phytochem. 2009. V. 70. P. 880–888.
  35. Kitajima S., Kamei K., Taketani S., Yamaguchi M., Kawai F., Komatsu A., Inukai Y. Two chitinase-like proteins abundantly accumulated in latex of mulberry show insecticidal activity // BMC Biochem. 2010. V. 11:6. doi: 10.1186/1471-2091-11-6.
  36. Huang T., Duman J.G. Cloning and characterization of a thermal hysteresis (antifreeze) protein with DNA-bindingactivity from winter bittersweet nightshade Solanum dulcamara // Plant Mol. Biol. 2002. V. 48. P. 339–350.
  37. Guo X.L., Bai L.R., Su C.Q., Shi L.R., Wang D.W. Molecular cloning and expression of drought-induced protein 3 (DIP3) encoding a class III chitinase in upland rice // Genet. Mol. Res. 2013. V. 12. P. 6860–6870.
  38. Kim J., Sundaresan S., Philosoph-Hadas S., Yang R., Meir S., Tucker M.L. Examination of the abscission-associated transcriptomes for soybean, tomato, and arabidopsis highlights the conserved biosynthesis of an extensible extracellular matrix and boundary layer // Front. Plant Science. 2015. V. 6:1109. doi:10.3389/fpls.2015.01109.
  39. Masuda T., Zhao G., Mikami B. Crystal structure of class III chitinase from pomegranate provides the insight into its metal storage capacity // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2015. V. 79. P. 45–50.
  40. Peumans W.J., Proost P., Swennen R.L., van Damme E.J.M. The abundant class III chitinase homolog in young developing banana fruits behaves as a transient vegetative storage protein and most probably serves as an important supply of amino acids for the synthesis of ripening-associated proteins // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 1063–1072.
  41. Blee K.A., Wheatley E.R., Bonham V.A., Mitchell G.P., Robertson D., Slabas A.R., Burrell M.M., Wojtaszek P., Bolwell G.P. Proteomic analysis reveals a novel set of cell wall proteins in a transformed tobacco cell culture that synthesises secondary walls as determined by biochemical and morphological parameters // Planta. 2001. V. 212. P. 404–415.
  42. Zhang D., Hrmova M., Wan C.-H., Wu C., Balzen J., Cai W., Wang J., Densmore L.D., Fincher G.B., Zhang H., Haigler C.H. Members of a new group of chitinase-like genes are expressed preferentially in cotton cells with secondary walls // Plant Mol. Biol. 2004. V. 54. P. 353–372.
  43. Sánchez-Rodríguez C., Bauer S., Hematy K. et al. Chitinase-like1/pom-pom1 and its homolog CTL2 are glucan-interacting proteins important for cellulose biosynthesis in Arabidopsis // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 589–607.
  44. Tian Y., Liu W., Cai J., Zhang L.Y., Wong K.B., Feddermann N., Boller T., Xie Z.P., Staehelin C. The nodulation factor hydrolase of Medicago truncatula: characterization of an enzyme specifically cleaving rhizobial nodulation signals // Plant Physiol. 2013. V. 163. P. 1179–1190.
  45. Goormachtig S., van de Velde W., Lievens S., Verplancke C., Herman S., De Keyser A., Holsters M. Srchi24, a chitinase homolog lacking an essential glutamic acid residue for hydrolytic activity, is induced during nodule development on Sesbania rostrata // Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 78–89.
  46. Domon J.M., Neutelings G., Roger D., David A., David H. A basic chitinase-like protein secreted by embryogenic tissues of Pinus caribaea acts on arabinogalactan proteins extracted from the same cell lines // J. Plant Physiol. 2000. V. 156. P. 33–39.
  47. Passarinho P.A., de Vries S.C. Arabidopsis chitinases: A genomic survey // The Arabidopsis Book / Eds. Somerville C.R., Meyerowitz E.M. American Society of Plant Physiologists, Rockville, 2002. 1:e0023. doi: 10.1199/tab.0023.
  48. Sancho A.I., Faulds C.B., Svensson B., Bartolomé B., Williamson G., Juge N. Cross-inhibitory activity of cereal protein inhibitors against α-amylases and xylanases // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1650. P. 136–144.
  49. Juge N., Payan F., Williamson G. XIP-I, a xylanase inhibitor protein from wheat: a novel function // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1696. P. 203–211.
  50. Hermans C., Porco S., Verbruggen N., Bush D.R. Chitinase-like protein CTL1 plays a role in altering root system architecture in response to multiple environmental conditions // Plant Physiol. 2010. V. 152. P. 904–917.
  51. Hossain M.A., Noh H.N., Kim K.I., Koh E.J., Wi S.G., Bae H.J., Lee H., Hong S.W. Mutation of the chitinase-like protein-encoding AtCTL2 gene enhances lignin accumulation in dark-grown Arabidopsis seedlings // J. Plant Physiol. 2010. V. 167. P. 650–658.
  52. Lagaert S., Pollet A., Courtin C. M., Volckaert G. β-Xylosidases and α-l-arabinofuranosidases: accessory enzymes for arabinoxylan degradation // Biotechnol. Adv. 2014. V. 32. P. 316–332.
  53. Koutaniemi S., Tenkanen M. Action of three GH51 and one GH54 α-arabinofuranosidases on internally and terminally located arabinofuranosyl branches // J. Biotechnol. 2016. V. 229. P. 22–30.
  54. Hövel K., Shallom D., Niefind K., Belakhov V., Shoham G., Baasov T., Shoham Y., Schomburg D. Crystal structure and snapshots along the reaction pathway of a family 51 α-l-arabinofuranosidase // EMBO J. 2003. V. 22. P. 4922–4932.
  55. Paës G., Skov L.K., O'Donohue M.J., Rémond C., Kastrup J.S., Gajhede M., Mirza O. The structure of the complex between a branched pentasaccharide and Thermobacillus xylanilyticus GH-51 arabinofuranosidase reveals xylan-binding determinants and induced fit // Biochem. 2008. V. 47. P. 7441–7451.
  56. Souza T.A., Santos C.R., Souza A.R., Oldiges D.P., Ruller R., Prade R., Squina F.M., Murakami M.T. Structure of a novel thermostable GH51 α-l-arabinofuranosidase from Thermotoga petrophila RKU-1 // Protein Sci. 2011. V. 20. P. 1632–1637.
  57. Im D-H., Kimura K., Hayasaka F., Tanaka T., Noguchi M., Kobayashi A., Shoda S., Miyazaki K., Wakagi T., Fushinobu S. Crystal structures of glycoside hydrolase family 51 α-l-arabinofuranosidase from Thermotoga maritima // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2012. V. 76. P. 423–428.
  58. Minic Z., Rihouey C., Do C.T., Lerouge P., Jouanin L. Purification and characterization of enzymes exhibiting beta-d-xylosidase activities in stem tissues of Arabidopsis // Plant Physiol. 2004. V. 135. P. 867–878.
  59. Montes R.A.C., Ranocha P., Martinez Y., et al. Cell wall modifications in Arabidopsis plants with altered α-l-arabinofuranosidase activity // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 63–77.
  60. Ichinose H., Nishikubo N., Demura T., Kaneko S. Characterization of a-l-arabinofuranosidase related to the secondary cell walls formation in Arabidopsis thaliana // Plant Biotechnol. 2010. V. 27. P. 259–266.
  61. Lee R.C., Burton R.A., Hrmova M., Fincher G.B. Barley arabinoxylan arabinofuranohydrolases: purification, characterization and determination of primary structures from cDNA clones // Biochem. J. 2001. V. 356. P. 181–189.
  62. Ferré H., Broberg A., Duus J.O., Thomsen K.K. A novel type of arabinoxylan arabinofuranohydrolase isolated from germinated barley. Analysis of substrate preference and specificity by nano-probe NMR // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. P. 6633–6641.
  63. Laidlaw H.K., Lahnstein J., Burton R.A,. Fincher G.B., Jobling S.A. Analysis of the arabinoxylan arabinofuranohydrolase gene family in barley does not support their involvement in the remodelling of endosperm cell walls during development // J. Exp. Bot. 2012. V. 63. P. 3031–3045.
  64. Andriotis V.M.E., Rejzek M., Barclay E., Rugen M.D., Field R.A., Smith A.M. Cell wall degradation is required for normal starch mobilisation in barley endosperm // Sci. Rep. 2016. V. 6: 33215. doi: 10.1038/srep33215.
  65. Davidson R.M., Gowda M., Moghe G., Lin H., Vaillancourt B., Shiu S.H., Jiang., Robin Buell C. Comparative transcriptomics of three Poaceae species reveals patterns of gene expression evolution // Plant J. Cell Mol. Biol. 2012. V. 71. P. 492–502.
  66. Zhang Y.C., Liao J.Y., Li Z.Y., Yu Y., Zhang J.P., Li Q.F., Qu L.H., Shu W.S., Chen Y.Q. Genome-wide screening and functional analysis identify a large number of long noncoding RNAs involved in the sexual reproduction of rice // Genome Biol. 2014. V. 15:512. doi: 10.1186/s13059-014-0512-1.
  67. Sumiyoshi M., Nakamura A., Nakamura H., Hakata M., Ichikawa H., Hirochika H., Ishii T., Satoh S., Iwai H. Increase in cellulose accumulation and improvement of saccharification by overexpression of arabinofuranosidase in rice // PLoS ONE. V. 8:e78269. doi: 10.1371/journal.pone.0078269.
  68. http://pogs.uoregon.edu/, Gramene Orthologous Group 16076
  69. Tomcal M., Stiffler N., Barkan A. POGs 2: a web portal to facilitate cross-species inferences about protein architecture and function in plants // PLoS ONE 8:e82569. doi: 10.1371/journal.pone.0082569.
  70. Козлова Л.В., Микшина П.В., Горшкова Т.А. Глюкуроноарабиноксилан, извлекаемый при обработке эндоксиланазой, в различных зонах растущего корня проростков кукурузы // Биохимия. 2012. Т. 77. С. 503–513.
  71. https://www.maizegdb.org/
  72. Sekhon R.S., Lin H., Childs K.L., Hansey C.N., Robin Buell C. et al. Genome-wide atlas of transcription during maize development // Plant J. 2011. V. 66. P. 553–563.
  73. Stelpflug S.C., Sekhon R.S., Vaillancourt B., Hirsch C.N., Buell C.R., Leon Nd., Kaeppler S.M. An expanded maize gene expression atlas based on RNA-sequencing and its use to explore root development // Plant Genome. 2015. doi: 10.3835/plantgenome2015.3804.0025.
  74. Walley J.W., Sartor R.C., Shen Z. et al. Integration of omic networks in a developmental atlas of maize // Science. 2016. V. 353. P. 814–818.
  75. https://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html
  76. Mutter M., Colquhoun I.J., Beldman G., Schols H.A., Bakx E.J., Voragen A.G.J. Characterization of recombinant rhamnogalacturonan α-l-rhamnopyranosyl-(1,4)-α-d-galactopyranosyl uronide lyase from Aspergillus aculeatus. An enzyme that fragments rhamnogalacturaonan I regions of pectin // Plant Physiol. 1998. V. 117. P. 141–152.
  77. Pagès S., Valette O., Abdou L., Bélaïch A., Bélaïch J.P. A rhamnogalacturonan lyase in the Clostridium cellulolyticum cellulosome // J. of Bacteriol. 2003. V. 185. P. 4727–4733.
  78. Fry S.C. Primary cell wall metabolism: tracking the careers of wall polymers in living plant cells // New Phytol. 2004. V. 161. P. 641–675.
  79. Molina-Hidalgo F.J., Franco A.R., Villatoro C., Medina-Puche L., Mercado J.A., Hidalgo M.A., Monfort A., Caballero J.L., Muñoz-Blanco J., Blanco-Portales R. The strawberry (Fragaria×ananassa) fruit-specific rhamnogalacturonate lyase 1 (FaRGLyase1) gene encodes an enzyme involved in the degradation of cell-wall middle lamellae // J. Exp. Bot. 2013. V. 64. P. 1471–1483.
  80. Iqbal A., Miller J.G., Murray L., Sadler I.H., Fry S.C. The pectic disaccharides lepidimoic acid and β-d-xylopyranosyl-(1→3)-d-galacturonic acid occur in cress-seed exudate but lack allelochemical activity // Ann. Bot. 2016. V. 117. P. 607–623.
  81. Hasegawa K., Mizutani J., Kosemura S., Yamamura S. Isolation and identification of lepidimoide, a new allelopathic substance from mucilage of germinated cress seeds // Plant Physiol. 1992. V. 100. P. 1059–1061.
  82. Yamada K., Anai T., Hasegawa K. Lepidimoide, an allelopathic substance in the exudates from germinated seeds // Phytochem. 1995. V. 39. P. 1031–1032.
  83. Yamada K., Kosemura S., Yamamura S., Hasegawa K. Exudation of an allelopathic substance lepidimoide from seeds duringgermination // Plant Growth Reg. 1997. V. 22. P. 189–192.
  84. Naran R., Pierce M.L., Mort A.J. Detection and identification of rhamnogalacturonan lyase activity in intercellular spaces of expanding cotton cotyledons // Plant J. 2007. V. 50. P. 95–107.
  85. Haudry A., Platts A.E., Vello E., Hoen D.R., Leclercq M., Williamson R.J., Forczek E., Joly-Lopez Z., Steffen J.G. Hazzouri K.M. et al. An atlas of over 90,000 conserved noncoding sequences provides insight into crucifer regulatory regions // Nat. Genet. 2013. V. 45. P. 891–898.
  86. Pearce S., Huttly A.K., Prosser I.M., Li Y.D., Vaughan S.P., Gallova B., Patil A., Coghill J.A., Dubcovsky J., Hedden P., Phillips A.L. Heterologous expression and transcript analysis of gibberellin biosynthetic genes of grasses reveals novel functionality in the GA3ox family // BMC Plant Biol. 2015. V. 15:130. doi: 10.1186/s12870-015-0520-7.
  87. Shin J.H., Vaughn J.N., Abdel-Haleem H., Chavarro C., Abernathy B., Kim K.D., Jackson S.A., Li Z. Transcriptomic changes due to water deficit define a general soybean response and accession-specific pathways for drought avoidance // BMC Plant Biol. 2015. 15:26. doi: 10.1186/s12870-015-0422-8.
  88. Voiniciuc C., Schmidt M.H., Berger A., Yang B., Ebert B., Scheller H.V., North H.M., Usadel B., Gunl M. MUCILAGE-RELATED10 produces galactoglucomannan that maintains pectin and cellulose architecture in Arabidopsis seed mucilage // Plant Physiol. 2015. V. 169. P. 403–420.
  89. Goda H., Sawa S., Asami T., Fujioka S., Shimada Y., Yoshida S. Comprehensive comparison of auxin-regulated and brassinosteroidregulated genes in Arabidopsis // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 1555–1573.
  90. Böhmer M., Schroeder J.I. Quantitative transcriptomic analysis of abscisic acid-induced and reactive oxygen species-dependent expression changes and proteomic profiling in Arabidopsis suspension cells // Plant J. Cell Mol. Biol. 2011. V. 67. P. 105–118.
  91. Buuck R. Mapping genomes: A novel gene family in plants may encode pectin-modifying proteins // J. Purdue Undergrad. Res. 2012. V 2. P. 93. doi:10.5703/1288284314713.
  92. Brusslan J.A., Bonora G., Rus-Canterbury A.M., Tariq F., Jaroszewicz A., Pellegrini M. A genome-wide chronological study of gene expression and two histone modifications, H3K4me3 and H3K9ac, during developmental leaf senescence // Plant Physiol. 2015. V. 168. P. 1246–1261.
  93. Kim J., Sundaresan S., Philosoph-Hadas S., Yang R., Meir S., Tucker M.L. Examination of the abscission-associated transcriptomes for soybean, tomato, and arabidopsis highlights the conserved biosynthesis of an extensible extracellular matrix and boundary layer // Front. Plant Science. 2015. V. 6:1109. doi: 10.3389/fpls.2015.01109.
  94. Aghamirzaie D., Nabiyouni M., Fang Y., Klumas C., Heath L.S., Grene R., Collakova E. Changes in RNA splicing in developing soybean (Glycine max) embryos // Biology. 2013. V. 2. P. 1311–1337.
  95. Roach M.J., Deyholos M.K. Microarray analysis of developing flax hypocotyls identifies novel transcripts correlated with specific stages of phloem fiber differentiation // Ann. Bot. 2008. V. 102. P. 317–330.
  96. Roach M.J., Deyholos M.K. Microarray analysis of flax (Linum usitatissimum L.) stems identifies transcripts enriched in fibre-bearing phloem tissues // Mol. Genet. Genom. 2007. V. 278. P. 149–165.
  97. Hobson N., Roach M.J., Deyholos M.K. Gene expression in tension wood and phloem fibres // Russ. J. Plant Physiol. 2010. V. 57. P. 321–327.
  98. Jensen M.H., Otten H., Christensen U., Borchert T.V., Christensen L.L.H., Larsen S., Leggio L.L. Structural and biochemical studies elucidate the mechanism of rhamnogalacturonan lyase from Aspergillus aculeatus // J. Mol. Biol. 2010. V. 404. P. 100–111.
  99. Горшкова, Т.А. Клеточная стенка как динамичная структура. Москва: Наука. 2007. 432 с.
  100. Panchy N., Lehti-Shiu M., Shiu S.-H. Evolution of gene duplication in plants // Plant Physiol. 2016. V. 171. P. 2294–2316.
  101. Bishop J. G., Dean A. M., Mitchell-Olds T. Rapid evolution in plant chitinases: molecular targets of selection in plant-pathogen coevolution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 5322–5327.
  102. Kierzkowski D., Nakayama N., Routier-Kierzkowska A-L., Weber A., Bayer E., Schorderet M., Reinhardt D., Kuhlemeier C., Smith R.S. Elastic domains regulate growth and organogenesis in the plant shoot apical meristem // Science. 2012. V. 335. P. 1096–1099.
  103. Yakubov G.E., Bonilla M.R., Chen H., Doblin M.S., Bacic A., Gidley M.J., Stokes J.R. Mapping nano-scale mechanical heterogeneity of primary plant cell walls // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 2799–2816.
  104. Wang T., Park Y.B., Caporini M.A., Rosay M., Zhong L., Cosgrove D.J., Hong M. Sensitivity-enhanced solid-state NMR detection of expansin's target in plant cell walls // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. P. 16444–16449.
p, li { white-space: pre-wrap; }

Хитиназоподобные белки и их функции

 

Источник

Белок

Классификация

Функция

Хитиназная активность

Ссылка

Hevea brasiliensis

Хевамин

GH18, класс III

Хитиназа/Лизоцим

+

[23]

Parthenocissus quinquefolia

UniProt: P23473

GH18, класс III

Хитиназа/Лизоцим

+

[24]

Nicotiana tabacum

UniProt: Q43591

GH18, класс V

Хитиназа/Лизоцим

+

[25]

Carica papaya

UniProt: P81241

GH19, класс II

Хитиназа/Лизоцим

+

[26]

Triticum aestivum

XIP-I

GH18, класс III

Ингибитор ксиланаз

-

[27]

Oryza sativa

RIXI

GH18, класс III

Ингибитор ксиланаз

-

[28]

Scadoxus multiflorus

XAIP, XAIP-II

GH18, класс III

Ингибитор ксиланазы и

α-амилазы

-

[8]

Coffea arabica

CaclXIP

GH18, класс III

Ингибитор ксиланаз. Подавляет созревание спор Phakopsora pachyrhizi

+ -

[29]

Elaeis guineensis

EgChit1-1 и EgChit5-1

GH19, класс I, GH19 класс V

Антигрибная

n.a.

[30]

Hevea brasiliensis

HbCLP1 и HbCLP2

GH19, класс I

Антигрибная. Аллерген

-

[31]

Urtica dioica

   

Антигрибная. Лектин

n.a.

[32]

Parkia platycephala

PPL2

GH18, класс III

Антигрибная. Chi-Лектин/хитиназа

+

[33]

Tamarindus indica

TCLL

GH18, класс III

Chi-лектин

-

[22]

Robinia pseudoacacia

RobpsCRA

GH18, класс V

Лектин высокоманнозных N-гликанов

-

[10]

Morus sp.

Мулатексин (MLX56)

GH19 класс VI

Инсектицидная, Chi-лектин

+

[34]

Morus sp.

LA-a и LA-b

 

Инсектицидная

+

[35]

Solanum dulcamara

гистерезисные белки (29 и 47 кДа)

GH19, класс I

Антифризные белки

n.a.

[36]

Picea glauca

Pg_GQ03904_P01.1 и

Pg_GQ03703_O09.1

GH19, класс I GH19, класс II

Антифризные белки (предположение)

n.a.

[17]

Oryza sativa

DIP3

GH18, класс III

Белок-регулятор стрессового ответа

n.a.

[37]

Saccharum sp.

ScChiI-1, ScChiIV-1 и ScChiVII-1

GH19, классы I, IV и VII

Стрессовый ответ

n.a.

[16]

Nicotiana tabacum

CHRK1

GH18, класс V

Рецептороподобная киназа

-

[38]

Punica granatum

PSC

GH18, класс III

Ca-связывающий белок семян

+

[39]

Musa sp.

CRP

GH18, класс III

Запасной белок

-

[40]

Nicotiana tabacum

UniProt: P82432

 

Участвует в утолщении клеточной стенки

-

[41]

Linum usitatissimum

LusCTL1 и LusCTL2

GH19

Участвует в утолщении клеточной стенки

n.a.

[15]

Gossypium herbaceum

GhCTL1 и GhCTL2

GH19, класс II

Участвует в биосинтезе целлюлозы

n.a.

[42]

Arabidopsis thaliana

CTL1/POM1 и CTL2

GH19, класс II

Участвуют в биосинтезе целлюлозы

-

[43]

Oryza sativa

BC15/OsCTL1

GH19, класс II

Влияет на содержание целлюлозы и прочность стебля

-

[9]

Medicago truncatula

MtNFH1

GH18, класс V

Гидролаза факторов клубенькообразования Sinorhizobium meliloti

-

[44]

Sesbania rostrata

Srchi24

GH18, класс III

Развитие клубеньков

-

[45]

Pinus caribaea

48 кДа эмбриоспецифичный хитиназоподобный белок

 

Развитие эмбриогенных тканей

+

[46]

Arabidopsis thaliana

AtEP3/AtchitIV

GH19, класс IV

Эмбриогенез

+

[47]

Примечание: + – есть хитиназная активность, +- – активность слабая, n.a. – не оценивали

Подписи к рисункам

статьи Козловой Л.В. и др. “Системное использование “хромых” ферментов в растительных клеточных стенках”

 

Рис. 1. Экспрессия различных представителей мультигенных семейств хитиназоподобных белков (LusCTLs) и рамногалактуронанлиаз (LusRGLs) в участках целого стебля льна (смеси тканей) и во флоэмных волокнах на разных стадиях развития. Относительное количество соответствующих транскриптов в образце, согласно данным RNA-Seq (FPKMFragments Per Kilobase per Million mapped reads). А – апикальная часть; Б – верхняя часть, выше ТС; В – средняя часть, ниже ТС. Волокна на стадии роста растяжением (волокна с первичной клеточной стенкой) (Б) и на стадии утолщения клеточной стенки (волокна с третичной клеточной стенкой) (В). ТС – “точка слома”, маркер перехода волокон от стадии роста растяжением к стадии утолщения клеточной стенки. КС – клеточная стенка. * – гены, гомологичные AtCTL1, " – гены, гомологичные AtCTL2. Данные представлены только для генов с FPKM > 16.

 

Рис. 2. Экспрессия трех генов арабинофуранозидаз (ZmaABF1, ZmaABF4, ZmaABF5) в различных органах кукурузы (по материалам [71] – относительное количество соответствующих транскриптов в образце, согласно данным RNA-Seq экспериментов (FPKMFragments Per Kilobase per Million mapped reads)) и доменная организация белков, кодируемых этими генами (врезка), ак – номера аминокислотных остатков. ПК – первичный корень семидневного проростка кукурузы, Мер+ЗР – меристема и зона растяжения, ЗКЗР – зона клеток, закончивших растяжение, ЗКВ – зона корневых волосков, ЗП – зона проведения, ДПЗ – дни после замачивания семян, Междоузлие – междоузлие над первым початком, ДПО – дни после оплодотворения. Шкала над врезкой – число аминокислотных остатков. Пятиугольник – сигнальный пептид, четырехугольник – галактозо-связывающий домен, овал – гликозил-гидролазный домен, шестиугольник – арабинофуранозидазный домен. E – остаток глутаминовой кислоты, Q – остаток глутамина.

 

Рис. 3. Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей рамногалактуронанлиаз, принадлежащих к семейству PL4, из растений, грибов и бактерий. Насыщенность цвета фона соответствует частоте появления того ли иного остатка в определенном положении: – более, чем в 85% последовательностей, – в 65-85% последовательностей, – в 45-65% последовательностей, – менее, чем в 45% последовательностей. Тонкими черными рамками обозначены аминокислоты, участвующие в связывании субстрата, согласно данным рентгеноструктурного анализа рамногалактуронанлиазы Aspergillus nidulans [98]. Толстыми рамками обозначены консервативные каталитические остатки. Числа в начале и в конце последовательностей, а так же в скобках внутри последовательностей, обозначают количество не показанных аминокислотных остатков. Для наименования последовательностей использовались следующие аббревиатуры: LusLinum usitatissimum, AthArabidopsis thaliana, GraGossypium raimondii, PtrPopulus trichocarpa, CgrCapsella grandiflora, MesManihot esculenta, RcoRicinus communis, EchPectobacterium chrysanthemi, Ppa - Pectobacterium parmentieri WPP163, AniAspergillus nidulans FGSC A4, AacAspergillus aculeatus. Последовательности растительных белков получены из базы данных Phytozome, грибных и бактериальных – из GenPept. Выравнивание выполнено с помощью программы MUSCLE.