УДК 581.1

ВЛИЯНИЕ ТРИЭТАНОЛАМИНА И СИЛАТРАНОВ НА ТЕРМОУСТОЙЧИВОСТЬ И НАКОПЛЕНИЕ СТРЕССОВЫХ БЕЛКОВ У ПРОРОСТКОВ ГОРОХА 

© 2012 г. А. М. Шигарова*, Н. Е. Коротаева*, Г. Б. Боровский*, М. Г. Воронков**

* Федеральное государственное бюджетное учреждение науки

Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН, Иркутск

** Федеральное государственное бюджетное учреждение науки

Иркутский институт химии им. А.Е. Фаворского СО РАН, Иркутск

Поступила в редакцию 23.06.2011 г.

Исследовали способность триэтаноламина (ТЭА) и его кремнийорганических производных метил-, хлорметил- и этоксисилатрана (МС, ХМС и ЭС соответственно) в низких и сверхнизких концентрациях (от 10-3 до 10-13М) повышать термотолерантность проростков гороха (Pisum sativum L.) и связь этой термотолерантности с накоплением белков теплового шока (БТШ) в корнях. При использовании ХМС и МС в низких и сверхнизких концентрациях усиливалась выживаемость проростков в условиях теплового шока (45°С). Этот процесс не сопровождался возрастанием содержания стрессовых белков. ЭС и ХМС действовали на выживаемость и накопление БТШ различно в зависимости от температурных условий и концентраций препарата.

------------------------------------------

Сокращения: БТ – базовая термотолерантность; БТШ – белки теплового шока (или Hsps от heat shock proteins); ИТ – индуцированная термотолерантность; МС – метилсилатран; РРР – регуляторы роста растений; ТЭА – триэтаноламин; ТШ – тепловой шок; ХМС – хлорметилсилатран; ЭС – этоксисилатран.

Адрес для корреспонденции: Шигарова Анастасия Михайловна. 664033 Иркутск, ул. Лермонтова, 132. Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН. Электронная почта: anas_shig@mail.ru

Ключевые слова: Pisum sativum – силатраны – регуляторы роста растений - термоустойчивость – белки теплового шока

 

ВВЕДЕНИЕ

В настоящее время поиск малотоксичных регуляторов роста растений (РРР), а также веществ, обладающих адаптогенными свойствами, в микромолярных, наномолярных и сверхнизких концентрациях особенно актуален в связи с экологической обстановкой. Особый интерес для растениеводства из числа РРР представляют безопасные для животных организмов циклические кремнийорганические эфиры триэтаноламина - силатраны (RSi(OCH2CH2)3N), которые были получены в результате замены радикала у атома кремния. К ним относятся 1-метил-, 1-(хлорметил)- и 1-этоксисилатран (МС, ХМС, ЭС) [1, с. 4-6]. Повышение скорости роста растений, всхожести семян, увеличение урожайности под действием этих соединений в умеренных концентрациях (от 10-4 до 10-7 М) было показано для широкого ряда культур [1, с. 174-226; 2, с. 25-58; 3], однако физиолого-биохимические основы их действия остаются слабо изученными.

Было установлено, что силатраны стимулируют адаптивные реакции растений. В частности, обработка семян водными растворами силатранов индуцировала у растений устойчивость к неблагоприятным воздействиям внешней среды (как биотическим, так и абиотическим) [4, с. 52-53]. На проростках пшеницы было показано адаптогенное влияние ХМС на мембранные структуры и фотосинтетическую активность хлоропластов при действии супероптимальных температур (40–45°С) [5, с. 14-15]. Результаты проведенных исследований позволяют предположить, что при действии силатранов в метаболических системах растений происходят изменения, определяющие как рост устойчивости к действию неблагоприятных факторов, так и повышение урожайности. Мембранотропность силатранов [6], обусловленная их высокой растворимостью в липидах [7, 8], вероятно, может быть ключевым свойством этих веществ в биохимическом механизме реализации “настроек”.

Изучение влияния МС и ХМС на рост корней проростков однодольных и двудольных растений показало, что их биологическая активность может проявляться и в сверхмалых концентрациях (10-12-10-15 М) [9]. Ранее мы установили, что триэтаноламин (ТЭА) и силатраны в некоторых концентрациях стимулировали рост корней проростков гороха при гипертермии. Влияние РРР на рост растений зависело от концентрации использованных растворов, температуры среды и природы заместителя в их молекуле [10].

Тепловой стресс является удобной моделью для изучения адаптивных возможностей клеток и организмов и широко применяется в лабораторных исследованиях. Ранее было обнаружено адаптогенное действие ЭС на проростки гороха при повышенной температуре. При этом было установлено, что ЭС в определенных концентрациях увеличивает выживаемость проростков гороха в условиях теплового шока (ТШ) [8]. Однако механизмы этого процесса не были изучены ни для ЭС, ни для других силатранов.

Растительные организмы в силу особенностей своего существования вынуждены постоянно приспосабливаться к действию различных стрессовых факторов, используя различные механизмы устойчивости. Одним из базовых механизмов стресс-адаптации (в том числе, и к высокой температуре) на клеточном уровне является синтез стрессовых белков, или белков теплового шока (БТШ), который индуцируется широким кругом стрессовых воздействий (экстремальные температуры, токсический и окислительный стрессы и др.). БТШ, или heat shock proteins (Hsps), предотвращают необратимую денатурацию полипептидов и позволяют восстановить часть поврежденных полипептидных цепей [11]. БТШ каждой основной группы взаимодействуют между собой и с другими системами стрессового ответа, такими как осмолиты [12] и ферменты антиоксидантной системы [13]. Накопление БТШ коррелирует с приобретением термотолерантности и является частью совокупности механизмов, формирующих базовую термотолерантность (БТ) и индуцированную термотолерантность (ИТ) у растений [14].

На основании вышеизложенного, мы предположили, что адаптогенное действие РРР на выживаемость растения после действия гипертермии может быть связано с накоплением БТШ. Проверке этого предположения была посвящена данная работа. Нами было проведено сравнение способности силатранов (МС, ХМС, ЭС) и ТЭА в нескольких ранее выбранных концентрациях (10-13, 10-7 или 10-8, 10-3 М) индуцировать термотолерантность проростков гороха и их влияние на содержание БТШ в их корнях.

 

материалы и МЕТОДы 

Использовали ТЭА и его производные: ЭС, МС и ХМС, синтезированные в Иркутском институте химии им. А.Е. Фаворского СО РАН. Применяли водные растворы (на дистиллированной воде) данных РРР в концентрациях: 10-13, 10-7 (или 10-8) и 10-3 М. Концентрация 10-3 М была выбрана как наибольшая пороговая концентрация низких доз вещества согласно классификации, предложенной Бурлаковой [15]. Концентрации 10-7 М (для МС и ХМС) или 10-8 М (для ТЭА и ЭС) были выбраны как примеры “мертвых зон” [14], так как РРР в таких концентрациях в условиях температурного оптимума не оказывали никакого эффекта на рост проростков [10]. Концентрация 10-13 М была выбрана как наименьшая пороговая концентрация, оказывающая ростстимулирующий эффект, либо не ингибирующая рост [10].

В экспериментах использовали 2-суточные этиолированные проростки гороха (Pisum sativum L., сорт Аксайский усатый 55), выращенные при 22°С на смоченной дистиллированной водой фильтровальной бумаге. Для тестирования ИТ 2-суточные проростки закаливали 6 ч в условиях мягкого ТШ (38°С) с дальнейшей инкубацией в условиях жесткого ТШ (45°С, 6 ч). Далее такой способ обработки растений будет обозначаться как 38°С → 45°С. Для оценки БТ 2-суточные проростки переносили в условия жесткого ТШ (45°С, 6 ч), далее в статье такая обработка растений будет обозначаться следующим образом 22°С → 45°С. Значения жесткого и мягкого ТШ соответствовали повреждающей и закаливающей температурам соответственно и были выбраны согласно известным данным для большинства видов травянистых растений [16, с. 24]. Температура и продолжительность жесткого ТШ (45°С, 6 ч) были выбраны, как режим, вызывающий 50% гибель проростков. Это воздействие определили в ходе предварительных экспериментов, поэтапно повышая температуру обработки на 3°С, начиная с 38°С. Температурный оптимум роста гороха был установлен ранее [17, с. 105]. Для выявления влияния РРР на термотолерантность проростки на время температурной обработки помещали в кюветы с растворами РРР соответствующих концентраций так, чтобы корни были полностью погружены в раствор. При исследовании влияния РРР на ИТ его добавляли в кюветы на время обработки мягким ТШ, затем проростки (в этих же растворах) помещали в условия жесткого ТШ. При исследовании влияния РРР на БТ его добавляли в кюветы на время обработки жестким ТШ. Далее проростки на 4 суток были перенесены в тех же растворах в термостате на 22°С. Выживаемость определяли на 7-е сутки от момента замачивания семян, как процент проростков, выживших после жесткого ТШ. 

Общий белок выделяли из корней проростков контрольного варианта (22°С, 6 ч), или после обработки мягким ТШ (38°С, 6 ч) с добавлением в кюветы растворов РРР соответствующих концентраций. Корни сразу после температурной обработки отрезали, промывали водой и замораживали в жидком азоте. Белок выделяли по методу, описанному ранее, и осаждали ацетоном [18]. Концентрацию белка в пробах определяли по методу Lowry [19]. Белок каждой пробы (по 10 мкг) разделяли электрофоретически в ПААГе в присутствии ДДС-Na [20], переносили на нитроцеллюлозную мембрану в системе mini-Protean III (“Bio-Rad”, США) по прилагаемой инструкции. БТШ детектировали с помощью антител, как было описано ранее [21]. Использовали первичные антитела против Hsp101, Hsp17.6 (класс II) (“Agrisera”, Швеция), Hsp60, Hsp70/Hsc70, Hsc70 (“StressGen”, США). Антитела визуализировали с помощью вторичных антител, конъюгированных со щелочной фосфатазой (“Sigma”, США). Интенсивность окрашивания пятен определяли с помощью программы Gel Analysis (усл. ед.) и выражали как процент от интенсивности окрашивания пятна данного белка в контроле. Для определения интенсивности окрашивания использовали типичную мембрану для каждого варианта опыта.

Эксперименты проводили в 3 биологических (100 растений в каждой) и 3 аналитических повторностях. Приведены средние значения и их стандартные отклонения. Достоверность различий средних определяли по t-критерию Стьюдента (p < 0.05). В качестве контроля во всех случаях использовали проростки, росшие на воде при 22°С.

 

РЕЗУЛЬТАТЫ

После закаливания (режим 38°С → 45°С) выживаемость проростков составляла 66% и закономерно превышала почти в 2 раза выживаемость без закаливания (22°С → 45°С) (рис. 1). Однако добавление РРР в отсутствие температурного закаливания в ряде случаев способствовало росту термотолерантности проростков (рис. 1а), что говорит о влиянии РРР на БТ растений. Так, выживаемость достоверно увеличивалась в режиме 22°С → 45°С при использовании растворов ТЭА в концентрации 10-8 М, а также МС и ХМС во всех используемых концентрациях (рис. 1а). Важно отметить значительный рост выживаемости (почти в 2 раза) у проростков, росших без закаливания, но с добавлением МС или ХМС. При закаливании растений с одновременной инкубацией с РРР достоверное увеличение выживаемости проростков наблюдалось при использовании растворов ТЭА в концентрациях 10-8 М и 10-13 М, ХМС во всех изученных концентрациях, ЭС в концентрации 10-3 М (рис. 1б). Однако разница в выживаемости между закаленными проростками, росшими на воде и с добавлением РРР, не превышала 17%. Таким образом, добавление РРР при всех условиях исследования почти не влияло на устойчивость, индуцированную тепловой закалкой (рис. 1б).

Проверяя возможную связь между термотолерантностью проростков и влиянием РРР на накопление БТШ, мы проанализировали содержание БТШ в корнях проростков гороха при добавлении в среду роста исследуемых веществ в условиях оптимальной (22°С) и температуры для закаливания (38°С). В условиях температурного оптимума (22°С) добавление всех исследуемых РРР, за исключением ХМС, способствовало понижению содержания БТШ в корнях проростков (рис. 2-5). Так, при добавлении ТЭА в режиме 22°С → 45°С содержание БТШ снижалось, особенно Hsp17.6 и Hsp101 при всех исследованных концентрациях, Hsp60 в концентрациях 10-3 и 10-13 М. На содержание Hsp70 раствор ТЭА при температуре 22°С влияния не оказал (рис. 2). Выживаемость после гипертермии оказалась практически одинаковой как при добавлении ТЭА в среду роста, так и без него, хотя при концентрации ТЭА 10-8 М она значительно возрастала (рис. 1а). Таким образом, добавление ТЭА в концентрациях 10-3 и 10-13 М не повлияло на выживаемость и содержание БТШ. Растворы МС преимущественно уменьшали содержание стрессовых белков Hsp70, Hsp60 и Hsр17.6 в концентрации 10-3 М, Hsp70 в концентрации 10-7 М и Hsр17.6 в концентрации 10-13 М (рис. 3). Примечательно, что хотя МС понижал содержание БТШ, выживаемость проростков в этих условиях оказалась повышенной (рис. 1а и 3). При добавлении ЭС в условиях 22°С при всех исследованных концентрациях содержание всех БТШ понижалось по сравнению с ростом на воде (рис. 5). Несмотря на снижение содержания БТШ при добавлении ЭС, значения выживаемости при его добавлении не отличались от контрольных значений (рис. 1а и 5). Таким образом, ТЭА, МС и ЭС разнонаправленно влияли на выживаемость и содержание БТШ. Они либо понижали содержание БТШ, оставляя выживаемость на том же уровне (ЭС) или повышая ее (ТЭА, 10-8 М), либо способствовали увеличению термотолерантности, но не влияли на содержание стрессовых белков (МС).

Инкубирование проростков гороха с растворами ХМС при температуре 22°С приводило к умеренному накоплению Hsc70, Hsp17.6 и более заметному накоплению Hsp101, особенно при концентрациях 10-3 и 10-13 М (рис. 4). Уменьшение содержания Hsp70 произошло при использовании ХМС во всех исследуемых концентрациях. Наиболее заметное влияние на накопление БТШ ХМС оказал в самой высокой из исследованных концентраций (10-3 М). Обращает на себя внимание существенный рост выживаемости проростков при обработке ХМС (рис. 1а). В целом, обработка ХМС как в высоких, так и в низких концентрациях приводила к накоплению большинства исследованных БТШ, которое сопровождалось увеличением БТ. 

ТЭА при температуре 38°С способствовал росту содержания всех исследованных белков, кроме Hsp101, но только в концентрации 10-13 М (рис. 2). В других же исследованных концентрациях содержание БТШ не увеличивалось, за исключением Hsp70 в концентрации 10-3 М. Применение ТЭА в условиях мягкого теплового шока способствовало небольшому, но достоверному росту значений выживаемости при использовании концентраций 10-8 и 10-13 М. Это соответствовало небольшому увеличению содержания БТШ при концентрации ТЭА 10-13 М (рис. 1б и 2).

При температуре 38°С добавление раствора МС в концентрации 10-13 М однозначно приводило к увеличению содержания всех исследованных БТШ (рис. 3). При всех использованных концентрациях МС в наибольшей степени увеличивал содержание Hsp60. Несмотря на некоторый рост содержания всех БТШ в этом режиме, выживаемость не возрастала (рис. 1б). Таким образом, добавление МС в режиме мягкого ТШ способствовало небольшому росту содержания стрессовых белков и не влияло на значения выживаемости после жесткого теплового шока.

При действии мягкого ТШ обработка раствором ХМС в концентрации 10-3 М приводила к накоплению Hsp70, Hsp17.6, Hsp101, а также наблюдалось увеличение содержания Hsp101 при использовании ХМС в концентрации 10-13 М (рис. 4). Процент выживших проростков при добавлении ХМС немного, но достоверно превышал соответствующие значения выживаемости при росте на воде. Таким образом, ХМС в сочетании с мягким тепловым воздействием немного повышал как выживаемость, так и содержание БТШ (рис. 1а и 5).

При температуре 38°С ЭС способствовал увеличению содержания Hsp101 при использовании концентраций 10-3 и 10-8 М и содержания Hsc70 при ЭС в концентрации 10-8 М (рис. 5). Мы наблюдали уменьшение содержания Hsp70 при концентрациях ЭС 10-13 и 10-8 М. Добавление ЭС в концентрациях 10-13 и 10-3М не повлияло на выживаемость, а в концентрации 10-8 М понизило ее (рис. 1б). Таким образом, в условиях мягкого ТШ ЭС способствовал небольшому накоплению одних и понижению содержания других БТШ и не повлиял на значение выживаемости. 

 

ОБСУЖДЕНИЕ

РРР в исследованных концентрациях либо повышали выживаемость проростков, либо не оказывали влияния на нее, но очевидно, что значительного подавляющего действия всех изученных веществ не было выявлено. Это совпадает с многочисленными данными о положительном влиянии этих веществ на рост и продуктивность растений при полевых испытаниях [1-6].

Полученные результаты позволяют условно разделить исследованные РРР на две группы. Вещества первой группы (ТЭА и ЭС) не оказывали стимулирующего действия на БТ и ИТ проростков гороха. Исключением является ТЭА, который в концентрации 10-8 М значительно повышал БТ. Хотя в некоторых случаях увеличение процента выживших проростков было статистически значимо (режим 38°С → 45°С, ТЭА 10-8, 10-13 и ЭС 10-3 М), в целом оно не очень существенно (12, 15 и 15% соответственно). То, что не все силатраны и не во всех случаях оказывают положительное влияние на физиологические свойства растений, наблюдали и в других экспериментах [1, 9, 10].

РРР второй группы (МС и ХМС) значительно (почти в два раза) увеличивали выживаемость проростков, которая достигала тех же значений, что и при закалке мягким ТШ (рис. 1). ХМС достоверно, хотя и незначительно, увеличивал термотолерантность, индуцированную мягким ТШ (рис. 1б). Увеличение количества выживших проростков в режиме 22°С → 45°С свидетельствует о том, что обработка ХМС и МС индуцирует рост БТ растений. Было установлено, что БТШ являются составляющими этой программы [13]. Поэтому логично, что ХМС, индуцируя термотолерантность проростков, одновременно способствует накоплению БТШ. Ранее указывалось, что характер физиологического действия силатранов, главным образом, обусловлен их атрановым гетероциклом, значительный дипольный момент которого придает высокую проницаемость клеточных мембран для молекул силатранов [1, с. 227; 7]. Также известно, что ХМС способен увеличивать текучесть мембран [6]. В настоящее время доказано, что начальным пусковым сигналом к экспрессии стрессовых белков может являться изменение физического состояния плазмалеммы (увеличение ее текучести или вязкости) [22]. Возможно, наличие ХМС в среде роста проростков приводит к изменению состояния плазмалеммы, следствием чего может быть накопление стрессовых белков в корнях. 

Было показано, что уровень изменения термоустойчивости соответствует уровню изменения содержания стрессовых белкoв [13]. Поэтому для формирования термотолерантности важно, насколько вырастает содержание стрессовых белков. Было установлено, что при воздействии ТШ происходит пятикратное увеличение содержания транскриптов генов стрессовых белков, что косвенно говорит о возможной степени увеличения содержания самих белков [13]. Как следует из рис. 3-6, под действием мягкого ТШ содержание Hsp101 и Hsp17.6, - ключевых стрессовых белков, формирующих ИТ [23], в среднем увеличивается более, чем в 2 раза. Однако без закалки добавление ХМС и МС не приводило к подобному увеличению содержания БТШ, хотя наблюдается рост термотолерантности (рис. 1а, 3, 4). Таким образом, следует заключить, что ХМС и МС стимулируют БТ проростков гороха, однако БТШ не являются основными факторами этой устойчивости. Вероятно, МС и ХМС инициируют другие защитные программы, формирующие термотолерантность. Известно, что факторами термотолерантности, помимо БТШ, также являются изменение состава мембран, необходимое для поддержания их целостности, и активация антиоксидантных систем клетки. Сигнальными молекулами при формировании этих изменений, могут быть, например, АФК, этилен, салициловая кислота и АБК [13]. В формировании ответа растений на абиотические стрессы также участвует множество других сигнальных систем [24]. С другой стороны, известно, что силатраны могут вызывать изменения в мембранных структурах клетки. О влиянии на текучесть/вязкость мембран было сказано выше. Кроме того, жесткость атранового гетероцикла повышает устойчивость мембран к различным неблагоприятным факторам. В определенных интервалах концентраций и в зависимости от заместителя, связанного с атомом кремния, силатраны способствуют уменьшению перекисного окисления липидов [8]. В любом случае, ответ вопрос об иных, помимо БТШ, причинах развития устойчивости при действии силатранов требует проведения дополнительных исследований. 

Обращает на себя внимание наличие БТШ в образцах контрольных вариантов, хотя температура 20-22°С является оптимальной для прорастания семян гороха [16]. Известно, что сдвиг температуры даже на 1°С может вызывать экспрессию БТШ [25]. Возможно, поэтому в пробах контрольных вариантов присутствует некоторое количество стрессовых белков. Кроме того, часть БТШ является необходимыми для жизнедеятельности клетки белками, и в некоторых количествах присутствуют в ней постоянно.

Ранее было показано, что ЭС в концентрациях 10-8 и 10-3 М стимулировал термотолерантность проростков гороха в большей степени, чем ХМС, МС и ТЭА [9]. Это не согласуется с результатами данной статьи. В ранее проведенных экспериментах [8] оценивали выживаемость суточных проростков гороха, высаженных в песок, куда через сутки вносили растворы силатранов 10-3, 10-8 и 10-13 М. Эксперименты проводили при действии высоких дневных температур (36-41°С) и пониженных ночных (12-15°С). Выживаемость подсчитывали на 9-й день после высадки проростков в песок. В наших экспериментах корни 2-суточных проростков погружали в растворы силатранов заданных концентраций в соответствующих температурных условиях в темноте. Примечательно, что при 38°С в наших экспериментах растения не погибали вообще. Вероятно, отличия в условиях проведения экспериментов стали причиной различий в результатах. 

Ранее было установлено, что по степени стимуляции роста при гипертермии, а также по числу вариантов концентраций с положительным эффектом действия на рост корней проростков гороха эффективность изученных РРР возрастает в следующем порядке: МС < ХМС < ЭС < ТЭА [10]. Как следует из наших экспериментов, по своему действию на термотолерантность ЭС и ТЭА оказываются наименее эффективными из изученных РРР. Таким образом, стимулирующее действие ЭС и ТЭА на скорость роста не становится таким же для уровня выживаемости. Это является выражением известного общебиологического факта, что наиболее активно делящиеся клетки и органы, наиболее уязвимы для повреждения.

Зачастую положительное влияние силатранов на свойства растений имело концентрационную зависимость [10, 26]. Наши эксперименты, к сожалению, не позволяют сделать однозначный вывод o концентрационной зависимости в действии всех исследованных веществ. Например, мы установили, что наиболее эффективные стимуляторы термотолерантности, МС и ХМС, действовали во всех исследованных дозах. ТЭА, по нашим данным, достоверно усиливал ИТ в низких дозах и был индуктором термотолерантности в “мертвой зоне”, ЭС в высоких дозах достоверно стимулировал ИТ. Мы с уверенностью можем утверждать, что только в некоторых случаях сверхнизкие дозы исследованных РРР были более эффективны, чем высокие дозы. 

В целом, полученные результаты позволяют сделать несколько выводов. ТЭА и силатраны отличаются по эффективности воздействия на термотолерантность. Использование ХМС и МС приводит к значительному росту БТ проростков и не влияет на ИТ; влияние ЭС и ТЭА имеет меньшую эффективность и зависит от концентрации препаратов. Стимулирующее действие “эффективных” силатранов на БТ не связано с накоплением БТШ, хотя некоторое накопление этих белков происходит, вероятно, благодаря изменению физического состояния мембран. Сверхнизкие концентрации биостимуляторов только в некоторых случаях оказываются столь же или даже более эффективны для повышения термотолерантности, как и высокие. 

Эффективность использования МС и ХМС, причем, в сверхнизких дозах, близка к температурной закалке. Это указывает на перспективность использования МС и ХМС в растениеводстве, учитывая феномен кросс-адаптации. Дальнейшие исследования позволят более детально изучить механизмы влияния МС, ХМС и их аналогов на устойчивость растений, а также позволят выявить возможность применения этих РРР для адаптации растений к неблагоприятным условиям среды.

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Воронков М.Г., Барышок В.П. Силатраны в медицине и сельском хозяйстве. Новосибирск: СО РАН, 2005. 257 с.

Воронков М.Г., Дьяков В.М. Силатраны. Новосибирск: Наука СО АН, 1978. 203 с.

Воронков М.Г., Дыбан А.П., Дьяков В.М., Симбирцев Н.Л. Применение трекрезана для повышения репродуктивной способности млекопитающих и жизнеспособности их потомства // Докл. АН. 1999. Т. 364. С. 703-707.

Дьяков В.М., Корзинников Ю.С., Матыченков В.В. Регуляторы роста растений. Москва: Агропромиздат, 1990. 185 с.

Voronkov M.G., Dyakov V.М., Kirpichenko S.V. Silatranes // Organometal. Chem. 1982. V. 233. P. 1-147.

Писарский Ю.Б., Казимировская В.Б., Воронков М.Г. О механизме мембранстабилизирующего действия 1-(хлорметил)силатрана // Докл. АН. 1987. Т. 293. С. 724-727.

Колесников М.П. Формы кремния в растениях // Успехи биол. химии. 2001. Т. 41. С. 302-332.

Макарова Л.Е., Соколова М.Г., Воронков М.Г., Кузнецова Т.А., Абзаева Т.А., Кузнецова Е.В. Изучение индуцированной силатранами адаптивной реакции при действии высокой температуры у проростков гороха // Матер. Всерос. науч. конф. “Устойчивость растений к неблагоприятным факторам внешней среды” / Иркутск: НЦ РВХ ВСНЦ СО РАМН, 2007. С. 164-167.

Макарова Л.Е., Боровский Г.Б., Булатова А.М., Соколова М.Г., Воронков М.Г., Мирскова А.Н Влияние кремнийорганических производных триэтаноламина на рост корней проростков однодольных и двудольных растений // Агрохимия. 2006. № 10. С. 1-5.

Макарова Л.Е., Соколова М.Г., Боровский Г.Б., Шигарова А.М., Воронков М.Г., Кузнецова Г.А., Абзаева К.А. Температурная зависимость влияния триэтаноламина и силатранов на рост проростков гороха // Агрохимия. 2009. № 1. С. 1-6.

Wang W., Vinocur B., Shoseyov O., Altman A. Role of Plant Heat-Shock Proteins and Molecular Chaperones in the Abiotic Stress Response // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 244-252.

Diamant S., Eliahu N., Rosenthal D., Goloubinoff P. Chemical Chaperones Regulate Molecular Chaperones In Vitro and in Cells under Combined Salt and Heat Stresses // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 39 586-39 591.

 Panchuk I., Volkov R., Schoffl F. Heat Stress and HSF-Dependent Expression of Ascorbate Peroxidase in Arabidopsis // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 838-853.

Larkindale J., Vierling E. Core Genome Responses Involved in Acclimation to High Temperature // Plant Physiol. 2008. V. 146. P. 748-761.

Бурлакова Е.Б., Конрадов А.А., Мальцева Е.Л. Действие сверхмалых доз биологически активных веществ и низкоинтенсивных физических факторов // Хим. физика. 2003. Т. 22. С. 21-40.

Дроздов С.Н., Курец В.К., Титов А.Ф. Терморезистентность активно вегетирующих растений. Ленинград: Наука, 1984. 168 с.

Коровин А.И. Растения и экстремальные температуры. Ленинград: Гидрометеоиздат, 1984. 272 с.

Войников В.К., Иванова Г.Г., Корытов М.В. Синтез белков в растениях при действии низкой температуры // Физиология и биохимия культ. растений. 1986. Т. 18. С. 211-222.

Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein Measurement with the Folin Phenol Reagent // J. Biol. Chem. 1957. V. 193. P. 265-275.

Laemmli U.K. Cleavage of Structural Proteins during the Assembly of Head Bacteriophage T4 // Nature. 1970. V. 227. P. 680-685.

Timmons T.M., Dunbar B.S. Protein Blotting and Immunodetection // Methods Enzymol. 1990. V. 182. P. 679-688.

Csermely P., Vigh L. Molecular Aspects of the Stress Response: Chaperones, Membranes and Networks // Adv. Exp. Med. Biol. 2007. V. 594. P. 114-131.

Queitsch C., Hong S.-W., Vierling E., Lindquist S. Heat Shock Protein 101 Plays a Crucial Role in Thermotolerance in Arabidopsis // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 479-492.

Kacperska A. Sensor Types in Signal Transduction Pathways in Plant Cell Responding to Abiotic Stressors: Do They Depend on Stress Intensity? // Physiol. Plant. 2000. V. 122. P. 159-168.

Kregel K.C. Heat Shock Proteins: Modifying Factors in Physiological Stress Responses and Acquired Thermotolerance // J. Appl. Physiol. 2002. V. 92. P. 2177-2186.

Воронков М.Г., Долмаа Г., Цэрэнпил Ш., Угтахбаяр О., Чимидцогзол А. Стимулирующее влияние микромолярных водных растворов силатранов и крезацина на прорастание семян ячменя // Докл. РАН. 2005. Т. 404. С. 562-564.

Подписи к рисункам

Рис. 1. Выживаемость проростков гороха в условиях разных температурных режимов.

а - температурный режим: 22°С → 45°С. Влияние РРР на выживаемость незакаленных проростков (22°С) в условиях гипертермии; б - температурный режим: 38°С → 45°С. Влияние РРР на выживаемость закаленных проростков (38°С, 6 ч) в условиях гипертермии. lg C – логарифм молярных концентраций РРР. Представлено количество выживших после жесткой гипертермии (45°С, 6 ч) проростков. Статистически достоверные различия (p < 0.5) помечены звездочкой (*).

 

Рис. 2. Влияние различных концентраций триэтаноламина на содержание исследованных БТШ в корнях проростков гороха в условиях оптимальной температуры роста (22°С) и при мягком ТШ (38°С, 6 ч). 

Цифры над пятнами, соответствующими белку, обозначают интенсивность окраски пятна в процентах по отношению к контролю (22°С, вода) на типичной иммунофореграмме.

 

Рис. 3. Влияние различных концентраций метилсилатрана на содержание исследованных БТШ в корнях проростков гороха в условиях оптимальной температуры роста (22°С) и при мягком ТШ (38°С, 6 ч). 

Цифры над пятнами, соответствующими белку, обозначают интенсивность окраски пятна в процентах по отношению к контролю (22°С, вода) на типичной иммунофореграмме.

 

Рис. 4. Влияние различных концентраций хлорметилсилатрана на содержание исследованных БТШ в корнях проростков гороха в условиях оптимальной температуры роста (22°С) и при мягком ТШ (38°С, 6 ч).

Цифры над пятнами, соответствующими белку, обозначают интенсивность окраски пятна в процентах по отношению к контролю (22°С, вода) на типичной иммунофореграмме.

 

Рис. 5. Влияние различных концентраций этоксисилатрана на содержание исследуемых БТШ в корнях проростков гороха в условиях оптимальной температуры роста (22°С) и при мягком ТШ (38°С, 6 ч). 

Цифры над пятнами, соответствующими белку, обозначают интенсивность окраски пятна в процентах по отношению к контролю (22°С, вода) на типичной иммунофореграмме.